Электрофорез аминокислот на бумаге

1.Состояние ионизации аминокислот. Каждая иони­зируемая группа аминокислоты может находиться в одном из двух состояний — заряженном или нейтральном. Нари­суйте ионные структуры гистидина, преобладающие при рН 1, 4,’8 и 12. Куда будет двигаться гистидин при каждом из этих значений рН в ходе электрофореза — к аноду (+) или катоду (-)?

2.Электрофорез аминокислот на бумаге. Каплю раст­вора, содержащего смесь глицина, аланина, глутаминовой кислоты, лизина, аргинина и гистидина, нанесли на середину полоски бумаги и дали ей высохнуть. Затем бумагу смочили буфером с рН 6,0 и к концам полоски приложили электрическое напряжение.

а) Какая аминокислота будет двигаться к аноду?

б) Какая аминокислота будет двигаться к като­ду?

в) Какая аминокислота останется на стартовой точке или вблизи нее?

3.Обозначение оптических изомеров изолейцина.

а) Сколько хиральных центров имеет молекула изо­лейцина?

б) Сколько оптических изомеров может быть у изо­лейцина?

в) Нарисуйте перспективные формулы всех оптиче­ских изомеров изолейцина?

4.Растворимость: высаливание.

а) Чистые белки большей частью нерастворимы в дис­тиллированной воде, но растворяются в разбавленных соле­вых растворах. Однако при добавлении к водному раствору белка нейтральных солей в высокой концентрации белок вы­падает в осадок. Это явление называют высаливанием. На­пример, большая часть белков растворяется в 0,1М сульфата аммония, но выпадает в осадок, если концентрация сульфата аммония повышается до 3М. После удаления из­бытка сульфата аммония путем диализа белки снова растворяются. Попытайтесь объяснить на молекулярном уровне, почему добавление солей в высоких концентрациях приводит к понижению растворимости белка.

5.Сколько железа содержится в гемоглобине человека весом 70кг? Примем, что объем крови составляет 70 мл/кг и содержание гемоглобина в крови 16 г/100 мл.

6.Миоглобин кашалота имеет следующий аминокислотный состав:

а) Определите общий заряд ферромиоглобина при рН 2, 7 и 9.

б) Определите изоэлектрическую точку миоглобина.

7.Ранние данные о структуре шерсти.

Уильям Астбери первым заметил, что рентгенограмма шерсти указывает на присутствие структурной единицы, по­вторяющейся вдоль волокна с интервалом около 0,54нм. После растяжения шерсти, подвергнутой действию пара, на рентгенограмме появлялись признаки изменения периодич­ности структуры: новая структурная единица повторялась через каждые 0,70нм. После того как обработанная паром шерсть укорачивалась, на рентгенограмме снова возникала периодичность около 0,54нм. Хотя эти наблюдения послу­жили ключом к пониманию молекулярной структуры шер­сти, Астбери не смог в то время их интерпретировать. Ис­ходя из современных данных о структуре шерсти, объясните эти наблюдения.

8.Почему шерсть садится?

Если шерстяной свитер или шерстяные носки постирать в горячей воде, а затем высушить в электросушилке, они становятся меньше. Исходя из того, что известно о структуре α-кератина, как объяснить это явление? Вместе с тем шелк при тех же условиях не дает такой усадки. Объясните, почему.

9.Устойчивость цистин-содержащих белков к нагреванию.

Большинство глобулярных белков при кратковремен­ном нагревании до 65 0 С денатурирует (претерпевает процесс разворачивания цепей) с полной потерей активности. Однако те глобулярные белки, в которых содержится много остатков цистина, денатурируют только при более длительном нагревании до более высоких температур. Одним из таких белков является рибонуклеаза, содержащая 124 аминокислотных остатка в единственной полипептидной цепи, в которой имеется четыре поперечные дисульфидные связи, образованные остатками цистина. Чтобы полипеп­тидная цепь рибонуклеазы развернулась, необходимо на­греть содержащий ее раствор до высокой температуры; если затем быстро охладить его, то ферментативная активность восстанавливается. Можете ли вы указать молекулярную основу такого поведения?

Тема 2. Белки. Ферменты. Гормоны.

Поперечные профили набережных и береговой полосы: На городских территориях берегоукрепление проектируют с учетом технических и экономических требований, но особое значение придают эстетическим.

Папиллярные узоры пальцев рук — маркер спортивных способностей: дерматоглифические признаки формируются на 3-5 месяце беременности, не изменяются в течение жизни.

источник

Вид 1.Выберите наиболее правильный ответ.

1.1. Молекулярная масса большинства белков находится в пределах … .

а) от 6000 до 10000000 и выше

1.2. Глутаминовая кислота при рН 10 находится в виде иона … .

в)

б) г)

1.3. Смесь аминокислот, содержащая аспартат (pI 3,0) и лизин (рI 9,7), разделяется методом ионообменной хроматографии. В каком порядке будут выходить аминокислоты из колонки, заполненной триметиламинополистерольной смолой, имеющей положительно заряженные группы (анионообменник) при рН 7?

1.4. Детергенты (тритон Х-100, додецилсульфат натрия) при экстракции белков к среде извлечения добавляют для … .

а) повышения устойчивости белков к денатурации

б) перевода белков в изоэлектрическое состояние

в) разрушения белково-липидных комплексов

1.5.Оптическое явление, доказывающее коллоидные свойства белков,- это … .

а) явление светорассеивания – конус Тиндаля

б) вращение плоскости поляризованного света

в) интенсивное светопоглощение при длине волны 280 нм

Вид 2. Установите соответствие.

2.1. Классифицируйте приведенные ионообменные смолы в зависимости от заряда функциональных групп.

1. триметиламинополистирол а. катионообменник

2. диэтиламиноэтилцеллюлоза б. анионообменник

4. сульфонированные полистиролы

2.2. В каком направлении будут двигаться в электрическом поле следующие белки при рН 6,3?

1. овальбумин (ИЭТ 4,6) а) останется на старте

2. β-лактоглобулин (ИЭТ 6,3) б) движется к катоду

3. химотрипсин (ИЭТ 9,5) в) движется к аноду

Вид 3. Правильное сочетание ответов.

3.1. Смесь аминокислот, содержащая:

подвергли электрофорезу на бумаге при pH=6.

Какие аминокислоты будут двигаться при этом условии к «аноду»?

3.2. Метод разделения белков, основанный на различии размера белковых молекул —

3. ионообменная хроматография

5. изоэлектрическое фокусирование

3.3. Электрофоретическая процедура, не зависящая от заряда белка —

3. изоэлектрическое фокусирование

4. электрофорез в полиакриламидном геле с добавлением детергента (натрия додецилсультата)

Вид 4. Определите правильность утверждений и связь между ними.

4.1. Очистить раствор белка от низкомолекулярных примесей можно методом гель-фильтрации на сефадексе, потому что с помощью этого метода можно разделить вещества с разной молекулярной массой.

4.2. По степени дисперсности растворы белков являются истинными растворами, а по свойствам – коллоидными, так как белки являются высокомолекулярными соединениями.

Не нашли то, что искали? Воспользуйтесь поиском:

Лучшие изречения: Студент — человек, постоянно откладывающий неизбежность. 10527 — | 7317 — или читать все.

195.133.146.119 © studopedia.ru Не является автором материалов, которые размещены. Но предоставляет возможность бесплатного использования. Есть нарушение авторского права? Напишите нам | Обратная связь.

Отключите adBlock!
и обновите страницу (F5)
очень нужно

источник

Электрофорез

2. Электрофорез с подвижной границей.

4. Изоэлектрическая фокусировка.

Белки, нуклеиновые кислоты, полисахариды, находясь в растворе несут определенный электрический заряд благодаря наличию групп, способных к электролитический диссоциации. Общий заряд данной частицы определяется, прежде всего, концентрацией Н + -ионов в среде. Под действием электрического тока заряженные частицы перемещаются к катоду или аноду в зависимости от знака их суммарного заряда. Такое явление носит название электрофореза. Скорость движения частиц (см/с) при напряженности электрического поля 1 В/см называется электрофоретической подвижностью.Она имеет размерность см 2 /с -1 ·в -1 .

Различия в подвижности частиц служат основой для разделения смесей веществ.

Если приложить к электропроводящему раствору равномерное электрическое поле (Е), то на частицу будет действовать сила ускорения:

где d– расстояние между электродами, q – заряд молекулы. Так как молекула перемещается не в вакууме, то на неё действует противоположно направленная сила трения, которая зависит от размеров, формы молекулы, вязкости среды и описывается уравнением Стокса:

где f– коэффициент трения, v – скорость движения молекулы. Для сферических частиц коэффициент трения равен 6πηr, где r – радиус частиц и η – коэффициент вязкости растворителя. В растворе силе ускорения противодействует сила трения, поэтому:

Е/d·q = 6πηrv, преобразуя выражение, получим:

Таким образом, скорость молекулы (v) пропорциональна напряженности электрического поля Е/d и заряду молекулы и обратно пропорциональна размеру молекулы и вязкости среды. Заряд и размер являются строго индивидуальными характеристиками молекулы. Следовательно, и путь, который пройдет та или иная молекула при электрофорезе за определенный интервал времени, тоже будет характерен для данной молекулы.

Существуют три основных типа электрофоретических систем – электрофорез с подвижной границей, зональный электрофорез и стационарный электрофорез.

Элекрофорез с подвижной границей

Электрофорез макромолекул, растворенных в буфере с соответствующим значением рН, проводится в V-образной кювете с прямоугольным поперечным сечением. Раствор макромолекул в буфере заливают в нижнюю часть кюветы, доливают оба конца трубки тем же буфером и монтируют в них электроды. Если вести электрофорез в щелочном буфере, то все белки заряжаются отрицательно и начинают перемещаться к аноду: скорость перемещения данного белка зависит от его рН, и от величины суммарного заряда при данном рН буфера. Как видим, в данном методе электрическое поле прикладывается к исходно разной границе между раствором молекул и буфером. Скорость миграции заряженных частиц определяется путем наблюдения за перемещением этой границы. Если раствор содержит гетерогенную смесь ионизированных макромолекул, то можно увидеть множество движущихся границ. Способы наблюдения за пограничными изменениями концентрации вещества основаны на измерении градиента показателя преломления, который пропорционален градиенту концентрации.

Сконструирование Филпонтом и Свенссоном астигматической фотокамеры со специальной оптической системой, называемой шлирен-оптикой, позволяет непосредственно регистрировать градиент показателя преломления вдоль кюветы.

Электрофорез по методу подвижной границы нашел широкое применение при исследовании белков. Этот метод в основном используется для определения подвижностей и изоэлектрических точек белков, т.к. количественно трудно оценить подвижности. Метод электрофореза с подвижной границей используется редко.

Зональный элекрофорез

В зональном электрофорезе пятно или тонкий слой раствора, нанесенного на полутвердый или гелеобразный материал, помещают в электрическое поле, в результате чего молекулы перемещаются по или через материал носитель. В первую очередь функцией носителя является предотвращение механических воздействий и конвекции, которая происходит в результате температурных или высокой плотности концентрированных растворов.

Однако, носитель может действовать в качестве молекулярного сита, приводя тем самым к хроматографическим эффектам, что может или улучшить разделение, или ухудшать его.

а) электрофорез на бумаге.

В качестве носителя здесь используется фильтровальная бумага, которая должна содержать 96% α-целлюлозы, нерастворимой в концентрированном растворе NaOH. Приборы для электрофореза состоят из двух электродных сосудов и устройства для поддержания полосок фильтровальной бумаги. В качестве электродов обычно применяются платиновые проволоки. Можно использовать и угольные электроды. Для предотвращения чрезмерного испарения всю систему помещают в закрытую камеру, что обеспечивает создание влажной атмосферы.

Перед анализом электрофоретическую бумагу погружают в буферный раствор, слегка промокают между чистыми листами промокательной бумаги, а затем помещают на подставку.

Пробу наносят либо капиллярной пипеткой с закрученным носиком, либо с помощью различных аппликаторов, обеспечивающих быстрое и равномерное нанесение исследуемого раствора.

После нанесения проб к кювете подключают напряжение. Для наблюдения за ходом электрофореза на бумагу наносят пятно определенного стандартного вещества. По окончании процедуры бумагу высушивают при 105-110°С. Макромолекулы затем можно обнаружить при помощи соответствующего метода окрашивания.

Б) электрофорез в ПААГ.

В качестве среды для электрофоретического разделения макромолекул наиболее широкое распространение получил ПААГ, обладающий рядом преимуществ. Среди них можно отметить химическую стабильность, инертность, прозрачность в широком диапазоне длин волн, возможность получения пор с заданной величиной, отсутствием адсорбции. С помощью ПААГ можно разделить вещества с молекулярной массой от 2500 до 2000000 дальтон.

Системы электрофореза в ПААГ можно разделить на две группы по применяемым буферным системам. К первой относятся системы вертикального и горизонтального электрофореза, в которых применяется один тип буфера в электродных камерах и геле. Ко второй группе относятся системы вертикального «диск-электрофореза»: в них используются разные виды буферов (2-3) и гели разной концентрации. Название данного метода происходит от английского слова discontinuty (прерывистый), обозначающего в данном контексте неоднородность электрофоретической среды. Для диск-электрофореза характерны скачкообразные изменения рН, концентрации геля и градиента напряжения.

Прибор для диск-электрофореза состоит из верхнего и нижнего резервуара для электродного буфера и вертикальной стеклянной трубки. Нижняя часть трубки заполняется разделяющим гелем с мелкими порами, которые действуют как молекулярное сито по отношению к изучаемым макромолекулам. Над разделяющим гелем находится концентрирующий гель, имеющий крупные поры и поэтому не обладающий свойствами молекулярного сита, а еще выше расположен стартовый гель, содержащий пробу и краситель, используемый в качестве свидетеля.

Принцип диск-электрофореза основан на эффекте подвижной границы Кольрауша, суть которого состоит в использовании двух разных буферов: в электродных камерах трис-глициновый буфер (рН 8,3) , а в концентрирующих(рН 6,7) и разделяющем гелях(рН 8.9) – трис-НСl. В электродном буфере рН на 1,5-2 единицы выше, чем в концентрирующем. Образец растворяется в том же буфере, который используется в концентрирующем геле. При рН 8,3 глицин находится в виде цвиттериона:

После включения тока все ионы (в том числе белки и краситель) начинают двигаться к аноду в следующей последовательности: Сl — > бромфеноловый синий > белки > глицинат.

Рис. 1. Прибор для диск-электрофореза.

Между ионами хлора и глицината образуется граница раздела. Так как оба эти иона принадлежат к одной и той же электрической системе, то в области глицинатных ионов напряжение, а следовательно, и их скорость, возрастают, а в области ионов хлора напряжение и скорость уменьшаются. Следовательно, замыкающие глицинатные ионы будут стремиться догнать ведущие ионы хлора, а зона белков и красителя, находящаяся между ними, будет сужаться (концентрироваться). Этот процесс происходит в концентрирующем (крупнопористом) геле.

Когда подвижная граница доходит до мелкопористого геля (рН 8,9), то, с одной стороны, подвижность глицинатных ионов возрастает, а с другой – на белки начинает действовать эффект молекулярного сита, и они отстают от подвижной границы. Таким образом, белки попадают в более щелочной трис-глициновый буфер, их отрицательный заряд возрастает, и они разделяются согласно своим индивидуальным характеристикам (заряду, форме молекул, молекулярному весу).

При проведении электрофореза гель полимеризуется непосредственно в стеклянной трубке, которую потом соединяют с сосудами с буфером. Образец суспендируют в концентрированном растворе сахарозы и наносят на поверхность геля в виде тонкого слоя с помощью пипетки. Электрофорез прекращают, когда зона красителя (подвижная граница) проходит 0,8-0,9 длины геля. Затем гель извлекают из трубки и окрашивают специальными красителями обнаружения зон. Каждую зону можно характеризовать по значениям их Rf или по площади пика после денсатометрирования. Диск-электрофоретический метод особенно часто используется для разделения белков.

источник

Дата добавления: 2015-08-06 ; просмотров: 3612 ; Нарушение авторских прав

Электрокинетическими явлениями назвали процессы, происходящие в дисперсных системах и связанные с перемещением фаз относительно друг друга под действием внешнего электрического поля. Эти явления впервые были обнаружены Ф.Ф. Рейсом в 1807 г. Причиной их является существование двойного электрического слоя на границе гранула – диффузный слой и легкость смещения гранулы относительно диффузного слоя. В электрическом поле при наложении внешней разности потенциалов двойной электрический слой разрывается по границе (поверхности) скольжения и частица получает заряд, соответствующий x-потенциалу. При этом гранула движется к одному полюсу, а противоионы диффузного слоя, увлекая за собой гидратные оболочки, – к другому.

Движение частиц дисперсной фазы относительно дисперсионной среды под действием внешнего электрического поля называется электрофорезом.

Движение дисперсионной среды относительно дисперсной фазы под действием внешнего электрического поля называется электроосмосом.

Позже, в 1859 г, Квинке обнаружил, что при проталкивании под давлением коллоидного раствора через капилляр на его концах возникает разность потенциалов, названная потенциалом протекания. Это явление можно рассматривать как обратное электроосмосу.

Явление, обратное электрофорезу открыл в 1878 г. Дорн. Он установил, что при оседании частиц дисперсной фазы в жидкой среде по высоте сосуда возникает разность потенциалов между верхним и нижним слоями. Ее назвали потенциалом седиментации. Причина этого явления – деформация ДЭС оседающих частиц при трении о дисперсионную среду.

Электрофорез коллоидных растворов.Метод электрофореза позволяет определить знак заряда частиц золя, а также величину x-потенциала. Наблюдать электрофорез коллоидных растворов можно с помощью прибора, изображенного на рис.36. Прибор представляет собой U–образную трубку, в колена которой вставлены электроды. Коллоидный раствор вводят через трубочку Б до уровня А – А. На поверхность раствора налита контактная жидкость, которая является дисперсионной средой золя или имеет одинаковую с ней электропроводность. На электроды подают напряжение. Через некоторое время уровень золя изменится в обоих коленах (В – В).

В электрическом поле противоионы диффузного слоя обычно двигаются в направлении, противоположном движению гранул. При этом в соответствующем колене прибора повышается уровень жидкости, так как ионы диффузного слоя увлекают за собой дисперсионную среду за счет сил межмолекулярного трения (вязкости) между гидратной оболочкой ионов и окружающей жидкостью. То есть в данном колене наблюдается электроосмос.

Но это только в том случае, если на пути передвижения стоит мембрана, препятствующая движению гранул (т.е. фаза закреплена).

При свободном передвижении диффузный слой удерживается гранулой и в виде отстающего «хвоста» следует вместе с ней. Поэтому уровень золя будет повышается в электродном пространстве, имеющим знак заряда, противоположный заряду частиц. Следовательно, в нашем случае частицы золя заряжены отрицательно, так как уровень жидкости повысился в анодном пространстве.

Зная величину смещения уровня (S) за определенный промежуток времени (t), можно экспериментально рассчитать скорость электроосмоса (электрофореза): V = S/t, м/с. С другой стороны, скорость движения частиц дисперсной фазы в электрическом поле по уравнению Гельмгольца – Смолуховского равна:

V = ,

где V – линейная скорость перемещения частиц (или границы золя), м/с; ε – относительная диэлектрическая проницаемость среды; Н – напряженность электрического поля (градиент потенциала), В/м; k – коэффициент, зависящий от формы частиц (k = 4 – для сферических частиц, k = 6 – для цилиндрических);

η – вязкость среды, Н×с/м 2 ; x – электрокинетический потенциал, В.

Как видно из уравнения, скорость электрофореза тем больше, чем выше диэлектрическая проницаемость среды, напряженность электрического поля, величина ξ -потенциала (т.е. заряд частиц) и чем меньше вязкость среды, а также зависит от формы частиц.

Последнее уравнение позволяет рассчитать величину x-потенциала:

x = .

Линейная скорость электрофореза (V) изменяется пропорционально напряженности электрического поля и не может служить характеристикой частиц. Поэтому было введено понятие электрофоретическая подвижность (u):

Следовательно: x = .

Величина x-потенциала позволяет судить об устойчивости коллоидного раствора, поскольку последняя зависит от этой величины.

Уравнение Гельмгольца – Смолуховского также применимо для электрофореза аминокислот и белков, где x-потенциал определяется суммарным зарядом иона.

Электрофорез аминокислот и белков. Разделение белков, аминокислот методом электрофореза основано на способности их молекул принимать определенный знак заряда в зависимости от рН среды.

Аминокислоты, являясь структурной единицей белков, своим строением и последовательностью соединения молекул определяют специфичность и свойства белков. Так как их молекулы содержат и основную (–NH₂), и кислотную (–СООН) группы, то они являются амфотерными соединениями и в водных растворах находятся в виде биполярных ионов:

В нейтральной среде заряд иона аминокислоты (или белка) определяется соотношением числа –NH₂ и –СООН групп и степенью их диссоциации. Если число карбоксильных групп больше числа аминогрупп, суммарный заряд иона будет отрицательный, если больше аминогрупп – положительный. Если же количество этих групп в ионе одинаково, то суммарный заряд равен нулю.

Ионизация амино- и карбоксильных групп зависит также от рН среды. В кислой среде диссоциация карбоксильной группы подавляется и протонируется аминогруппа. В результате аминокислота (белок) приобретает положительный заряд:

В щелочной среде аминокислота приобретает отрицательный заряд:

При некотором значении рН среды, характерном для данной аминокислоты (белка), суммарный заряд иона равен нулю. Состояние, в котором молекула аминокислоты или белка обладает равенством положительных и отрицательных зарядов, то есть электронейтральна, называется изоэлектрическим состоянием. А значение рН среды, при котором молекула электронейтральна, называется изоэлектрической точкой (ИЭТ или рJ).

pJ, то молекула заряжается отрицательно и в электрическом поле перемещается к аноду.

ИЭТ белков с преобладанием –СООН групп (кислых белков) находиться в кислой среде, а с преобладанием – NH₂ групп (основных белков) – в щелочной. Если число амино- и карбоксильных групп равно, то ИЭТ будет находится приблизительно в нейтральной среде, что зависит от степени диссоциации этих групп. Следовательно, суммарный заряд иона белка (аминокислоты) зависит также от рН среды и ИЭТ белка (аминокислоты).

Любой раствор рН которого меньше, чем ИЭТ, является кислым для молекулы данного белка (аминокислоты), и она, приобретая положительный заряд, в электрическом поле двигается к катоду. Если рН раствора больше чем ИЭТ, то данная среда является щелочной для молекулы, и она, приобретая отрицательный заряд, в электрическом поле двигается к аноду.

Наблюдать электрофорез аминокислот и белков можно с помощью прибора, схема которого изображена на рис.37а. Он представляет собой ванну, состоящую из катодного и анодного отделений, в которые заливается буферный раствор с определенным значением рН. Берется полоска плотной фильтровальной бумаги, пропитанной тем же буферным раствором. На её середину полоски (линия старта) наносят небольшое количество смеси белков, которые необходимо разделить, а на концах ее ставят знаки «+» и «–». Затем полоску помещают на подставке в прибор так, что бы один конец (–) погрузился в раствор катодного отделения, а второй (+) – анодного, и подают внешнее напряжение. Через некоторое время прибор отключают, бумагу вынимают, высушивают и окрашивают красителем, проявляющим белки. На полученной электрофореграмме (рис.37б) будет наблюдаться несколько окрашенных зон. Их число соответствует числу компонентов в смеси. Характер расположения и интенсивность полос на ней определяются качественным и количественным составом белков в смеси.

Так как все компоненты имеют различную электрофоретическую подвижность, то они окажутся на различном расстоянии от линии старта. Причем чем дальше от линии старта оказалась зона, тем выше скорость электрофореза вследствие большей величины ξ-потенциала (заряда) молекулы данного белка (аминокислоты). По направлению движения зон можно судить о заряде молекулы в данной среде. Если зона двигалась к катоду (–), то знак заряда положительный, если к аноду (+) – отрицательный.

Электрофорез и электроосмос широко применяются в медико-биологических исследованиях. Например, методом электрофореза разделяют белки, нуклеиновые кислоты, антибиотики, смеси лекарственных веществ в лекарственных препаратах, очищают от примесей лекарственные сыворотки, определяют белковые фракции в сыворотке крови. Этим методом можно не только разделять аминокислоты и белки, но и определять их ИЭТ. Если проводить электрофорез данного белка (аминокислоты) при разных значениях рН среды, то при рН равном ИЭТ это вещество не будет двигаться ни к катоду, ни к аноду.

Методы электрофореза применяются при диагностике ряда заболеваний и для контроля лечения путем сравнивания фракционного состава (по числу и интенсивности зон на электрофореграмме) нормальных и патологических жидкостей.

Электрофорез и электроосмос происходят при прохождении тока через ткани живых организмов. На поверхности биологических мембран находятся заряженные группы, что обуславливает образование двойного электрического слоя, в котором фиксированный отрицательный заряд клеточной поверхности уравновешивается положительным зарядом, создаваемым ионами межклеточной среды. Поэтому метод электрофореза позволяет определить величину x-потенциала, а следовательно, и заряд эритроцитов, тромбоцитов, лейкоцитов и других элементов крови. Достаточно хорошо изучен электрокинетический потенциал эритроцитов. Было установлено, что величина x-потенциала является характерной для данного вида животных, а также для человека.

Электрофорез (ионофорез) является одним из методов введения лекарственных препаратов в организм человека. Он широко применяется в физиотерапии, поскольку имеет ряд преимуществ по сравнению с другими способами введения лекарств. При электрофорезе оно поступает непосредственно в ткани зоны воздействия (следовательно, требуются меньшие дозы) и действует медленнее, но продолжительнее.

Устойчивость и коагуляция коллоидных растворов

Коллоидные растворы из-за большой удельной поверхности на границе раздела фаз имеют избыток поверхностной энергии и поэтому термодинамически неустойчивы. И только присутствие стабилизатора придает им устойчивость.

Под устойчивостью дисперсных систем понимают постоянство во времени их свойств, в первую очередь постоянство дисперсности и постоянство равновесного распределения частиц дисперсной фазы в среде. В данном определении имеется в виду способность системы противостоять агрегации (укрупнению) частиц дисперсной фазы – агрегативная устойчивость, и способность системы противостоять седиментации частиц (т.е. их осаждению под действием силы тяжести) – седиментационная (кинетическая) устойчивость.

Способность частиц дисперсной фазы удерживаться во взвешенном состоянии зависит от их дисперсности, вязкости дисперсионной среды, разности плотностей дисперсной фазы и дисперсионной среды. Кинетическая (седиментационная) устойчивость золя тем выше, чем меньше размер частиц, чем ближе значения плотностей фазы и среды, чем выше вязкость дисперсионной среды. Причем степень дисперсности частиц оказывает наибольшее влияние. Поэтому высокодисперсные системы, в которых скорость осаждения взвешенных частиц под влиянием силы тяжести настолько мала, что ею можно пренебречь, принято называть седиментационно (кинетически) устойчивыми.

Агрегативная устойчивость характеризует способность частиц дисперсной фазы оказывать сопротивление их слипанию и тем удерживать определенную степень дисперсности. Основными факторами агрегативной устойчивости дисперсных систем являются наличие у частиц ионной оболочки, т.е. ДЭС, диффузного слоя противоинов, а так же их сольватной (гидратной) оболочки. Эти факторы оценивают величиной электротермодинамического потенциала j коллоидной частицы, толщиной ее диффузного слоя, величиной заряда частицы и ее x-потенциала. Их значения зависят от условий получения золя, а также от природы противоиона (его заряда, радиуса, гидратирующей способности). В зависимости от этих условий изменяется количество противоионов в диффузном слое. Чем больше противоионов в нем, тем больше его толщина и, соответственно, выше заряд и x-потенциал частицы. Это способствует увеличению агрегативной устойчивости. Утрата агрегативной устойчивости приводит к коагуляции.

Коагуляция – это процесс слипания коллоидных частиц и образования более крупных агрегатов, ведущий к выпадению их в осадок под действием сил тяжести и последующему разделению фаз. Другими словами это потеря в начале агрегативной, а затем седиментационной устойчивости, ведущая к разрушению дисперсной системы. В общем смысле под коагуляцией понимают потерю агрегативной устойчивости дисперсной системы.

Коагуляцию могут вызвать различные факторы: изменение температуры, механическое воздействие, действие света, облучение, увеличение концентрации золя, добавление электролитов.

Изменение температуры по-разному влияет на кинетическую и агрегативную устойчивость, а следовательно, и на коагуляцию. Первая при увеличении температуры возрастает в результате усиления броуновского движения. Вторая при этом снижается вследствие уменьшения толщины диффузного слоя. Причем увеличивается и вероятность столкновения (соответственно – слипания) частиц, что способствует коагуляции.

Наиболее изучена и имеет большое практическое значение коагуляция электролитами. Электролиты, с одной стороны, необходимы для стабилизации золя, но с другой – их избыток в растворе вызывает коагуляцию. Поэтому коллоидные растворы, полученные химическими методами, необходимо очищать от примесей электролитов.

Коагуляция коллоидных растворов электролитами.Количественной характеристикой коагулирующей способности электролита служит порог коагуляции – наименьшее количество электролита, которое вызывает коагуляцию I л золя. Он рассчитывается по формуле:

γ = ,

где γ – порог коагуляции, моль/л; С – концентрация электролита, моль/л; V – объем раствора электролита, л; V – объем золя, л.

Порог коагуляции можно рассчитывать и в ммоль/л.

Величина, обратная порогу коагуляции (1/γ), является мерой коагулирующей способности электролита: чем меньше порог коагуляции, тем выше коагулирующая способность электролита.

Практически все электролиты способны вызвать коагуляцию золя, если концентрацию электролита увеличить до значений, соответствующих его порогу коагуляции для данного золя.

Коагулирующее действие электролитов зависит от знака заряда и величины заряда ионов и определяется правилом Шульце – Гарди.Коагуляцию вызывают в основном ионы, имеющие заряд, противоположный знаку заряда частицы (М. Гарди). То есть для золя с положительно заряженными частицами ионами-коагулянтами являются анионы, а коагуляцию отрицательно заряженного золя вызывают катионы добавляемого электролита. Ичем выше заряд иона коагулянта, тем выше его коагулирующая способность(Г. Шульце),т.е. требуется меньшее количество электролита для коагуляции (порог коагуляции меньше). Позже Б.В.Дерягиным было установлено, что если коагуляцию вызываютионы одного знака, но разной величины заряда, то их пороги коагуляции соотносятся как величины, обратные их зарядам в шестой степени:

g₊ : g₂₊ : g₃₊ = = 730 : 11:1

Поскольку порог коагуляции зависит не только от природы иона-коагулянта, но и от природы иона, сопутствующего ему, а также условий проведения опыта, на практике наблюдаются отклонения от указанного соотношения. В настоящее время установлено, что порог коагуляции пропорционален величине заряда иона-коагулянта в степени от 2 до 9, часто в степени 6.

У ионов одного знака и одинаковой величины заряда пороги коагуляции также отличаются друг от друга, но незначительно.

Коагуляция в ряде случаев зависит от способа прибавления электролита-коагулятора. Экспериментальные данные свидетельствуют о том, что если электролит добавлять к золю небольшими порциями, то в итоге коагуляция наступает при более высокой концентрации электролита, чем при внесении сразу большого его количества. Такое явление называют привыканием золя.

Явление коагуляции электролитами играет существенную роль в живом организме, так как коллоидные растворы клеток и биологических жидкостей соприкасаются с электролитами. Поэтому при введении в организм какого-либо электролита надо учитывать не только его концентрацию, но и заряд ионов. К примеру, физиологический раствор хлорида натрия нельзя заменить изотоничным раствором хлорида магния, поскольку данная соль содержит двухзарядный ион магния, оказывающий более высокое коагулирующие действие.

Кинетика и механизм коагуляции электролитами. Коагуляция любого коллоидного раствора не происходит мгновенно – она протекает во времени. Процесс коагуляции можно наблюдать по изменению оптических свойств раствора. Различают две стадии коагуляции: скрытую и явную. На первой стадии происходит укрупнение частиц без видимых изменений оптических свойств раствора (скрытая коагуляция). На второй стадии идет дальнейшее укрупнение частиц, сопровождающееся видимым изменением золя (явная коагуляция).

На рис.38 показана кривая (OSKN) зависимости скорости коагуляции золя от концентрации добавляемого электролита. Отрезок ОS соответствует скрытой коагуляции,а точка А – концентрации электролита при пороге коагуляции, который можно зафиксировать. Признаками явной коагуляции являются помутнение золя или изменение его окраски.

В начале явной коагуляции (отрезок SКN) скорость ее невелика. Но по мере нарастания концентрации электролита она значительно увеличивается. Поэтому различают медленную (SК) и быструю (КN) коагуляцию. Точка В соответствует концентрации электролита при некотором остаточном значении x-потенциала (в литературе его называют критическим x-потенциалом).

Существуют различные теории, описывающие механизм коагуляции. Из них наиболее удовлетворительной считается теория Дерягина – Ландау, доработанная Э.Фербеем и Дж.Обербеком (теория коагуляции ДЛФО). Согласно этой теории, две коллоидные частицы в процессе броуновского движения могут сблизиться на расстояние, при котором перекрываются их диффузные оболочки. Только в этом случае они начинают испытывать силы межмолекулярного притяжения и силы электростатического отталкивания их диффузных слоев.

В первом приближении механизм ионной стабилизации сводится к электростатическому отталкиванию диффузных слоев, зависящему от их толщины. При большой толщине диффузных слоев (рис.39а) их перекрытие проявляется на расстоянии, когда силы отталкивания одноименно заряженных слоев больше сил межмолекулярного притяжения и коллоидные частицы не слипаются (не агрегируют). При малой толщине диффузных слоев (рис.39б) частицы сближаются до расстояния, на котором межмолекулярное притяжение сильнее отталкивания этих слоев, и тогда происходит их агрегация, т.е. коагуляция.

Согласно теории ДЛФО, введение в дисперсную систему электролита вызывает сжатие ионной оболочки частиц за счет избирательной или ионнообменной адсорбции на их поверхности ионов данного электролита. При этом понижается заряд частицы, ее x-потенциал и, следовательно, толщина диффузного слоя. Уменьшение толщины диффузного слоя приводит к преобладанию сил межмолекулярного притяжения над силами электростатического отталкивания, вследствие чего скорость коагуляции возрастает.

В этом механизме коагуляции золей электролитами учтено взаимодействие сил молекулярного притяжения и электростатического отталкивания, но не учтены силы взаимодействия адсорбционно-сольватных оболочек частиц и другие факторы, что является недостатком теории ДЛФО.

Коагуляция золя смесями электролитов.Коагуляцию золей можно вызвать и смесями электролитов, которые способны оказывать на них различные действия (рис. 40).

1. Коагулирующее действие смеси электролитов суммируется, т.е. смесь электролитов оказывает тоже действие, как один из них, взятый тем же количеством – аддитивное действие.

2. Коагулирующее действие смеси электролитов меньше, чем каждого из них в отдельности, т.е. для коагуляции золя количества смеси потребуется больше чем количества каждого из них в отдельности – антагонизм. Это характерно для смесей ионов, имеющих различную валентность.

3. Коагулирующее действие смеси электролитов большее, чем каждого из них в отдельности, т.е. количества смеси потребуется меньше чем количества одного из электролитов в отдельности – синергизм.

Выше описанные явления очень важны для понимания закономерностей воздействия ионов на органы и ткани живого организма, поскольку биологически активные ионы часто выступают в роли «антагонистов» или «синергистов». Это обстоятельство должно учитываться при составлении кровезамещающих растворов: они должны быть не только изотоническими плазме крови и иметь одинаковую с ней ионную силу, но и быть максимально близкими по ионному составу. Однако описанные явления ни в коем случае нельзя смешивать с явлениями физиологического антагонизма ионов, под которым обычно понимают ослабление одним катионом токсического или иного физиологического действия, вызываемого другим катионом.

Взаимная коагуляция золей. Помимо электролитов, коагуляцию золей можно вызвать путем смешивания одного их них в определенных количественных соотношениях с другим золем, гранулы которого имеют противоположный знак заряда. Это явление носит название взаимной коагуляции. Причем даже при незначительной концентрации противоположно заряженных частиц скорость коагуляции существенно возрастает.

Механизм взаимной коагуляции заключается в следующем. При перекрывании диффузных слоев коллоидных частиц, имеющих заряды разных знаков, эти частицы не отталкиваются, а электростатически притягиваются, и как следствие этого идет быстрая агрегация частиц. Наиболее полно взаимная коагуляция происходит тогда, когда заряды частиц, противоположные по знаку, равны между собой по величине.

Данный процесс широко применяется при очистке природных и промышленных вод. Так, перед поступлением воды на песчаные фильтры к ней добавляют соли алюминия или железа. Образующиеся в результате гидролиза этих солей положительно заряженные золи гидроксида алюминия или железа вызывают быструю коагуляцию взвешенных отрицательно заряженных частиц почвы, микрофлоры и т.д.

источник

Лабораторная работа №8

ЭЛЕКТРОФОРЕТИЧЕСКОЕ РАЗДЕЛЕНИЕ БЕЛКОВ

Метод основан на том, что молекулы белка обладают электрическим зарядом, величина и знак которого определяются аминокислотным составом белка, pH и ионной силой окружающей среды. Под влиянием внешнего электрического поля заряженные молекулы передвигаются в растворе к противоположно заряженному полюсу. Скорость перемещения белковых частиц пропорциональна величине их заряда и обратно пропорциональна размеру частиц и степени их гидратации.

Широкое распространение в настоящее время получил так называемый «зональный электрофорез» — электрофорез на твердом носителе (на бумажных полосах, агаре, крахмале, акриламиде), пропитанном буферным раствором с нужным значением pH. Положение белков на бумаге или геле определяют путем фиксации и последующего окрашивания их тем или иным красителем (обычно бромфеноловым синим, амидовым черным или кумасси синим). Количество белка в каждой фракции можно ориентировочно определять по интенсивности окраски связанного красителя. Такое определение не дает строго количественного соотношения белковых фракций, так как количество красителя, связываемого различными белками, неодинаково.

ЭЛЕКТРОФОРЕЗ HA БУМАГЕ

Разделение анализируемой смеси происходит на определенных сортах хроматографической бумаги, пропитанной буферным раствором, в приборах для электрофореза. Белки разделяют при напряжении до 500 B.

Камера для электрофореза состоит из плексигласовой ванны и пригнанной к ней крышкой (1). B ванне имеются 2 электродных отсека (2), каждый из которых разделен продольной перегородкой (3) на два отделения, сообщающиеся между собой. Bo внутренние отделения отсеков опускают электроды, а во внешние — концы бумажных полос (4), основную часть которых располагают на горизонтальной пластинке с шипами (5), находящейся в центральной части камеры. Между горизонтальной пластинкой и наружным отделением электродных отсеков имеются палочки (6),

Рис.2. Схема прибора для низковольтного электрофореза

через которые перекидываются бумажные полоски и которые служат для их поддерживания. Под верхней крышкой камеры находится сделанная из плексигласа пластинка с большими круглыми отверстиями (7), на которую сверху кладутся смоченные в дистиллированнон воде, сложенные в 4 — 5 раз листы фильтровальной бумаги. Эти листы способствуют увеличению герметичности камеры и, как следствие, — уменьшению испарения жидкости с электрофореграмм в процессе электрофореза.

Электрофорезом на бумаге студентам предлагается провести разделение белков сыворотки крови. Этим методом сыворотку крови можно разделить на 5 — 9 фракций и определить относительное содержание белка в каждой из них. Разделение проводят в буферном растворе (pH 8,6 — 8,9) при градиенте потенциала 3 — 5 В/см (120 — 350 B для полос длиной 40 — 45 см) при комнатной температуре. Сила тока не должна превышать 0,1 — 0,3 мА на каждый сантиметр поперечного сечения бумажной полосы. Увеличение силы тока более чем в 2 раза недопустимо, так как при этом происходит чрезмерное нагревание, значительное увеличение испарения и в конечном итоге — прогорание бумаги

1. Буферный раствор. Можно использовать:

а) веронал-мединаловый буфер (pH 8,6): в 300 мл дистиллированной воды растворяют10,32 гмединала (натриевая соль веронала), добавляют1,84 гверонала, нагревают при помешивании на водяной бане до растворения и доводят водой до1 л;

б) веронал-ацетатный буфер (pH 8,6): в 300 мл дистиллированной воды растворяют4,3 гверонала,0,95 гедкого натра и3,24 гуксуснокислого натрия. K раствору приливают 30 мл0,1 Mраствора HCl и доводят водой до1 л;

в) трис-буфер (pH 8,9): в1 лдистиллированной воды растворяют60,5 гтриса,6 гэтилендиаминтетрауксусной и4,6 гборной кислоты.

2. Растворы для окраски электрофореграмм:

а) кислый сине-черный краситель (аналогичный амидовому черному 10 Б) —0,2 гв смеси: уксусная кислота (ледяная) — 100 мл + метиловый спирт — 900 мл;

б) бромфеноловый синий —0,5 г, сулема —10 г, уксусная кислота (ледяная) — 20 мл, дистиллированная вода — 980 мл;

в) бромфеноловый синий — 0,1 г, ZnSO₄·7H₂O —50 г, уксусная кислота (ледяная) 50 мл, дистиллированная вода — 900 мл.

3. Растворы для отмывания электрофореграмм от несвязавшейся с белком краски и закрепления красителя на белке:

а) уксусная кислота — 2 %-й раствор;

б) уксуснокислый натрий — 2 %-й раствор, приготовленный на 10 %-м растворе уксусной кислоты.

4. Растворы для элюции окрашенных продуктов с электрофореграмм:

а) для извлечения бромфенолового синего —0,01 Mраствор NaOH;

б) для извлечения кислого сине-черного красителя —0,1 Mраствор NaOH.

Оборудование: пробирки; кюветы, спектрофотометр, прибор для электрофореза, бумага хроматографическая: FN4, FN5, ватман 3, ватман 3MM и др.

Получение сыворотки крови. 2 — 3 мл крови набирают в сухую центрифужную пробирку и оставляют на 1/2 — 1 ч. Тонкой стеклянной палочкой осторожно обводят стенки пробирки для отделения от них сгустка, центрифугируют и сыворотку сливают в чистую пробирку.

Подготовка камеры. Отсеки для электродов наполняют буферным раствором до одинакового уровня (во избежание перетекания буфера), примерно по 800 мл в каждый отсек. Bo внутренние части электродных отсеков погружают электроды. Ha листе хроматографической бумаги (18×45 см) (при использовании тонких сортов бумаги образцы лучше наносить на отдельные полоски шириной 4 —5 см) на расстоянии15 см от одного из его узких сторон простым мягким карандашом (графит препятствует растеканию жидкости) очерчивают места для нанесения проб. Они представляют собой прямоугольники (2 х0,3 см), большие стороны которых располагают перпендикулярно длине бумажной полосы. Расстояние между стартовыми зонами и краями электрофореграммы —2 см. Электрофореграмму пропитывают буфером, в котором будет проходить электрофорез. Для этого ее протягивают через кювету с буферным раствором. Концы бумажных полос (6 —8 см) не смачивают. От избытка буфера освобождаются, промокая полосы между двумя-тремя листами фильтровальной бумаги. Влажную электрофореграмму помещают в камеру на центральную горизонтальную пластинку (5), а концы опускают в наружные отделения электродных отсеков Прибор плотно закрывают крышкой, под которой находятся смоченные водой листы фильтровальной бумаги.

Проведение электрофореза. После того как бумажные полосы полностью пропитаются буферным раствором, на отмеченные участки с помощью пипетки объемом 0,1 мл наносят пробы: 0,01 — 0,02 мл (1 — 2 мг белка) сыворотки. Камеру закрывают крышкой и включают ток. Длительность электрофореза составляет 22 — 24 ч при напряжении 200 — 300 B

Фиксация и окраска электрофореграмм. По окончании электрофореза выключают ток и тотчас вынимают электрофореграммы из прибора. Их располагают на специальной подставке и подсушивают на воздухе под тягой, затем — в сушильном шкафу при 105 ºC в течение 20 мин для фиксации белков на бумаге, после чего помещают в эмалированную кювету, заливают красителем и оставляют на 2 — 3 ч и более. Краситель сливают и электрофореграммы отмывают от его избытка, заливая 3 — 4 раза 2 %-м раствором уксусной кислоты, каждый раз на 5 — 10 мин. Участки бумаги, не содержащие белка, должны быть полностью освобождены от красителя. Для закрепления окрашенных продуктов электрофореграммы на 2 мин заливают 2 %-м раствором уксуснокислого натрия и сушат на воздухе под тягой.

Определение соотношения отдельных фракций белка. При pH 8,6 белки сыворотки крови заряжены отрицательно и перемещаются в электрическом поле к аноду. Быстрее всего к аноду движется фракция, альбуминов, затем идут α₁-, α₂-, β- и γ-глобулины (см. Рис. 3). Участки бумажных лент, на которых проявились пятна белков, делят поперечными линиями простым карандашом на полоски шириной в 3 —5 мм и разрезают no этим линиям. Каждую полоску измельчают и помещают в отдельную пронумерованную пробирку, заливают 3 мл0,01 M раствора NaOH, оставляют на час для извлечения краски из бумаги, а затем находят для каждого раствора значение оптической плотности на фотоколориметре (спектрофотометре) при 612 нм.

Рис. 3. Электрофореграмма сыворотки крови человека и кривая распределения белковых фракций

Параллельно обрабатывают контрольную пробу. Для нее вырезают полоску из неокрашенных участков электрофореграммы.

Ha основании полученных данных строят кривую распределения окрашенных продуктов на электрофореграмме Ha оси абсцисс отмечают номера пробирок, на оси ординат — соответствующее значение оптической плотности (см. Рис.3). Рассчитывают процентное соотношение белковых фракций в сыворотке крови. Для этого вычерченную кривую делят по минимумам на ряд участков, соответствующих отдельным фракциям. Величина площади каждого участка пропорциональна количеству краски, соединившейся с белком данной фракции. Соотношение между этими площадями вычисляют по весу (вес участков бумаги пропорционален их площади), всю площадь принимают за 100 %. При наличии денситометра соотношение белковых фракций в сыворотке крови можно определить из денситограммы.

Предварительно определяя содержание белка в сыворотке, рассчитывают его количество для каждой фракции.

источник

Электрофорез — метод разделения веществ, основанный на явлении миграции заряженных микрочастиц в жидкой среде под действием внешнего электрического поля.

Существует три различных электрофоретических метода. Под собственно электрофорезом обычно понимают зональный электрофорез (ЗЭ), два других называют методами изоэлектрофокусирования (ИЭФ)и изотахофореза (ИТФ).Электрофорез применяют главным образом для разделения веществ, молекулы которых различаются по электрофоретической подвижности, т. е. отношению скорости электрофореза (скорости перемещения заряженных частиц вещества) к напряженности электрического поля, которое зависит от свойств заряженных частиц окружающей их среды. Путем изменения внешних условий (например, рН среды, температуры, силы тока, состава и концентрации буферного раствора или носителя) создают подходящие условия для разделения. Вследствие того что при разделении на молекулы действуют только электростатические силы, электрофорез считают «мягким» методом и поэтому часто применяют для работы с лабильными веществами.

Электрофорез можно проводить в растворе, но из-за неизбежного выделения теплоты и возникающей в связи с этим тепловой конвекции процесс, как правило, проводят на носителе. Вследствие некоторых сопутствующих явлений (адсорбция, несоизмеримость размеров высокомолекулярных соединений и пор носителя) введение носителя ограничивает область применения метода. Однако свойства носителя иногда используют для повышения эффективности разделения: например, при электрофорезе в градиенте полиакриламидного геля фракционирование осуществляется не столько за счет различной электрофоретической подвижности веществ, сколько за счет различия в их молекулярных массах.

Зональный электрофорез (ЗЭ) — это метод разделения заряженных частиц в электрическом поле, основанный на том, что частицы с разными соотношениями заряд/масса мигрируют с различными скоростями. В зависимости от знака заряда молекулы вещества мигрируют в электрическом поле по направлению к аноду или катоду.

Результаты этого процесса регистрируются на электрофореграфе (по аналогии с хроматографией).

Ранее использовали один и тот же буфер в слое носителя электродных камерах, т. е. разделение вели в непрерывной буферной системе. В настоящее время этот прием еще применяют при электрофорезе на бумаге и пластинках. Приэлектрофорезе в прерывистой буферной системе (различные буферы в слое носите электродных камерах) быстро мигрирующие вещества образую более узкие зоны. Электрофорез в прерывистой буферной системе используют главным образом в гель-электрофорезе. ЗЭ обычно проводят на бумаге, пластинках и в гелях в водных буферных растворах.

При электрофорезе в электродных камерах происходит электролиз раствора и вследствие этого изменяется состав буфера. Поэтому электроды располагают так, чтобы они не касались носителя, а контакт между ними осуществлялся при помощи полосок фильтровальной бумаги. Электродная камера разделена на два отсека, которые соединяются дополнительным мостиком из фильтровальной бумаги. Подбирая соответствующий объем электродных камер или перекачивая буфер насосом от анода к катоду, поддерживают постоянными концентрацию и значение рН буфера в двухкамерной системе. Рекомендуется также проводить деполяризации электродов после каждого электрофоретического разделения.

Материалы-носители подразделяются на две группы:

первая — бумага, целлюлоза, ацетилированная целлюлоза, агароза и материалы для ТСХ(например, силикагель);

вторая — крахмал и полиакриламид.

Эффективность разделения зависит не только от суммарного заряда молекул анализируемых веществ, но и от размеров молекул. Определяющим параметром является соотношение заряд — масса.

Носители первой группы относительно инертны и слабо влияют на эффективность разделения. Материалы второй группы обладают пористой структурой, что существенно влияет на качество разделения. Поскольку размеры пор соизмеримы с размером макромолекул, то можно разделять вещества с одинаковыми суммарными зарядами, но с разными молекулярными массами (например, при ионообменной хроматографии).

Электрофорез на бумаге позволяет экстрагировать вещества из соответствующих зон или пятен и использовать для дальнейшей работы; обнаруживать вещества, используемые в бумажной хроматографии; проводить фракционирование в двух направлениях.

Для электрофореза на бумаге используют специальные сорта бумаги, характеризующиеся следующими свойствами: достаточной механической прочностью; удовлетворительным для удерживания достаточного количества электролита и образца.

Наряду с камерами погружного типа применяют камеры для электрофореза в тонком слое с охлаждаемыми пластинами, в которых лист бумаги помещают между двумя изолирующими пленками.

Электрофорез в тонком слое проводят на стеклянных пластинках, покрытых слоем носителя. По сравнению с полосками бумаги пластины более удобны в обращении. Электрофорез на бумаге и в тонком слое применяют для исследования фракций, полученных при колоночной хроматографии, ферментативных гидролизатов белков, метаболитов, а также для разделения аминов, аминокислот, пептидов и белков, нуклеотидов, фенолов, нафтолов, фенолкарбоновых кислот, красителей, неорганических соединений.

Гель- электрофорез. Вместо целлюлозы и силикагеля можно использовать мягкие гели. Ниже приведены основные рабочие стадии проведения электрофореза в слое геля: приготовление гелей и подготовка образца ® электрофоретическое разделение ® детектирование ® анализ результатов и оформление их в рабочем журнале. Из множества гелей на практике применяют только два — гели агарозы и полиакриламида. В зависимости от способа приготовления геля и типа буферной системы различают несколько вариантов метода:

· электрофорез в геле полиакриламида (ПААГ);

· диск-электрофорез (диск-ПААГ) в прерывистой буферной системе;

· электрофорез в геле полиакриламида в присутствии додецилсульфата натрия (ДСН-ПААГ);

· электрофорез в градиенте пористого полиакриламидного геля.

Гель окрашивают красителем. Поскольку молекулы красителя заряжены, гель можно обесцвечивать электрофоретически при напряжении 50 В. В местах, не содержащих исследуемое вещество, гель обесцвечивается. Количественную оценку проводят спектрофотометрически при помощи сканирующего денситометра.

После усадки гелей в водном этаноле или ацетоне их высушивают между двумя листами целлофана в вакууме при слабом нагреве.

Гель-электрофорез применяют для разделения всех классов заряженных веществ, например белков, ферментных комплексов, вирусов, олигонуклеотидов и нуклеиновых кислот; определения молекулярных масс биополимеров; анализа белков на микроуровне (антигенов при количественном иммуноэлектрофорезе).

При электрофорезе в свободном потоке электролит (буфер) перемещается в вертикальном направлении (перпендикулярно направлению электрического поля). Заряженные частицы под действием электрического поля мигрируют в горизонтальном направлении и одновременно увлекаются потоком буфера. В итоге разделенные вещества распределяются в потоке в соответствии с их электрофоретической подвижностью и элюируются из прибора в различных фракциях. Электрофорез в свободном потоке применяют для препаративного разделения заряженных частиц, в том числе коллоидных, субклеточных частиц и клеток.

Изоэлектрическое фокусирование (ИЭФ). С помощью изоэлектрического фокусирования по изоэлектрическим точкам (ИЭТ) разделяют амфотерные вещества, в частности белки. Сущность метода заключается в том, что молекулы белков мигрируют под действием электрического поля в среде с линейным и стабильным градиентом рН до достижения области рН, соответствующей их ИЭТ.

Изоэлектрическое фокусирование отличается от зонального электрофореза тем, что разделение осуществляется не в буфере с постоянным значением рН, а в среде с линейным градиентом рН. Значение рН минимально вблизи анода, максимально — вблизи катода. Главное условие эффективного разделения белков — наличие стабильного градиента рН среды. В связи с тем что белки обладают амфотерными свойствами, необходимо, чтобы амфолиты – носители — вещества, с помощью которых формируется градиент рН, обладали высокой буферной емкостью. Амфолиты — носители представляют собой многокомпонентную смесь изомеров и гомологов алифатических полиаминополикарбоновых кислот, сульфокислот и фосфоновых кислот, изоэлектрические точки которых располагаются в широкой области значений рН.

ИЭФ применяют для аналитического разделения пептидов, белков, нуклеотидов, органических кислот, ионов металлов и препаративного разделения белков; накопления следовых количеств веществ из больших объемов пробы; определения электрофоретической подвижности.

Необходимым условием проведения ИЭФ является наличие высокого напряжения при низкой ионной силе раствора. Однако именно в этих условиях усиливается электроосмос. Отрицательное воздействие на эффективность разделения веществ оказывают так же примеси солей, занесенные вместе с реактивами (гели для ИЭФ следует готовить из особо чистых реактивов). Для проведения ИЭФ более всего подходит полиакриламидный гель с низкими электроосмотическими свойствами. Продолжительность эксперимента зависит от напряженность поля и характера изменения рН- градиента.

Препаративное изоэлектрическое фокусирование проводят в вертикальных колонках (в градиенте плотности сахарозы, глицерина, этиленгликоля) или в слое инертного материала. В качестве таких материалов используют гранулированные гели (рН градиент формируют с помощью амфолитов).

источник