Электрофорез на ацетатцеллюлозных мембранах

Принцип метода: Белки являются амфотерными электролитами. Направление движения белков в электрическом поле зависит от рН среды. Коллоидные частицы белка перемещаются в электрическом поле постоянного тока к аноду – в щелочной среде, к катоду – в кислой среде.Разделение белков сыворотки обычно проводят в буферном растворе при рН 8,6 – 8,9. В качестве носителя используют пленки из ацетата целлюлозы. В этих условиях заряженные белки сыворотки крови перемещаются по смоченным пленкам из ацетата целлюлозы в направлении анода со скоростью, зависящей от величины заряда и относительной молекулярной массы белка. Этот след представляет собой дорожку, на которой после окрашивания ясно видны места концентрации белков различных фракций. Наиболее быстро движутся альбумины, затем a₁-, a₂-, b-глобулины, и, наконец, g-глобулины. По этим следам (дорожкам) можно определить содержание белка в различных белковых фракциях пробы. Методом электрофореза на пленках из ацетата целлюлозы можно получить 5 и более белковых фракций.

Нормальные величины белковых фракций зависят от вида применяемого красителя:

Оборудование и реагенты:

1) Аппарат для электрофореза;

2) Источник постоянного тока;

4) Веронал-мединаловый буфер, рН 8,6;

5) Раствор амидо черного для окрашивания электрофореграммы (амидо черный 250 мг в 100 мл 7% уксусной кислоты);

6) Раствор для отмывания (5-7% уксусная кислота)

7) Раствор для просветления пластинок из ацетата целлюлозы (смесь этанола, уксусной кислоты и глицерина);

Просветления пластинок из ацетата целлюлозы можно достигнуть также, погрузив пластинки на 2-3 минуты в глицерин или вазелиновое масло.

Проведение анализа

1. Сухие пластинки из ацетата целлюлозы помечают карандашом, а затем осторожно кладут на поверхность буфера для электрофореза так, чтобы они поглощали жидкость только снизу с помощью капиллярных сил. При быстром погружении пластинки в буфер в порах ацетата целлюлозы может остаться воздух.

2. Извлекают пластинки из буферного раствора и аккуратно зажимают их между листами плотной фильтровальной бумаги, не допуская высыхания пластинок. О высыхании свидетельствует появление белых пятен на поверхности пластинки. В этом случае пропитывание буфером следует повторить (см. пункт 1).

3. Влажную пластинку закладывают в рамку и помещают в электрофоретическую камеру.

4. С помощью апликатора на поверхность пластинки с катодного краю наносят образец – 0,2-0,4 мл сыворотки крови.

5. Сразу после нанесения образцов включают электрический ток.

Для кратковременного электрофореза на пленках из ацетата целлюлозы лучшие результаты получаются при стабильном напряжении. Как правило, для пластинок толщиной около 120 мкм сила тока не должна превышать 0,5 мА на 1 см ширины пластинки. Для более толстых пластинок (250-300 мкм) сила тока может достигать 1мА на 1 см ширины пластинки. Применив высокий градиент напряжения (30-40 В на 1 см) можно получить четкое разделение фракций белка за короткий промежуток времени (20-30 минут).

6. После отключения тока пластинки осторожно переносят в красящий раствор на 5 минут.

7. Затем пластинки отмывают до отбеливания фона в 5-7% растворе уксусной кислоты дважды по 3 минуты. Промывают 3 раза дистиллированной водой. Просушивают между листами фильтровальной бумаги.

8. Проводят просветление пластинок. Для этого помещают пластинки на 30 секунд в 90° этиловый спирт. Затем помещают их в осветляющий раствор на 30 секунд. Наклеивают на стекло и помещают в сухожаровой шкаф на 5 минут при температуре 100°С.

9. Высушенную пластинку сканируют на денситометре придлине волны 600 нм, характерной для красителя амидо черного.

Данные о содержании белка в белковых фракциях сыворотки крови могут быть представлены как в форме процентного распределения белка по фракциям, так и в форме содержания белка в отдельных фракциях в г/л (для этого предварительно в крови определяют содержание общего белка биуретовым методом).Результаты измерения заносят в таблицу:

Клинико-диагностическое значение: Электрофорез белков сыворотки крови имеет диагностическое значение в наблюдении за динамикой патологического процесса и оценке эффективности медикаментозного лечения.

Увеличение содержания a-глобулинов в сыворотке характерно для острых воспалительных заболеваний, так ка в данную фракцию входят белки острой фазы.

Во фракцию a-глобулинов входит также и большинство гликопротеинов крови. Поэтому ее содержание увеличивается при различных хронических заболеваниях, раке, травмах, ревматизме и инфаркте миокарда.

Повышение b-глобулинов в сыворотке чаще наблюдается при гиперлипопротеинемиях различного происхождения, так как в эту фракцию входят липопротеины.

Фракция g-Глобулинов состоит из иммуноглобулинов и увеличивается при заболеваниях, связанных с интенсивными иммунными процессами, а также при миеломных болезнях.

Гипогаммаглобулинемия может носить врожденный характер или быть обусловленной истощением иммунной системы (рак, хронические воспалительные процессы, аллергические заболевания, СПИД).

ТЕМА 2. ФЕРМЕНТЫ

Лабораторная работа № 3.

Последнее изменение этой страницы: 2016-12-28; Нарушение авторского права страницы

источник

Используя ацетат целлюлозу, можно разделить сывороточные белки на 5 фракций: альбумин и 4 глобулиновых группы

— альфа 1, альфа 2, бета (часто подразделяются на 2 различные группы

Рис.1 Нормальная электрофореграмма сывороточных протеинов

Электрофорез с иммунофиксацией — один из современнейших методов в кинической лаборатории для получения характеристик моноклональных иммуноглобулинов. Моноклональная гаммопатия характеризуется неконтролируемой пролифирацией одного клона плазменных клеток за счет других клеток. Эта дисфункция часто приводит к синтезу большого количества одного иммуноглобулина или его субъединицы со снижением нормальных уровней иммуноглобулинов. При этом на электрофореграмме выявляется один резко увеличенный пик в бета-гамма-области

Большинство моноклональных гаммопатий являюттся доброкачественными и не проявляют себя клинически. Однако, высокие уровни моноклонального протеина на фоне сниженных уровней других иммуноглобулинов могут быть ассоциированы с малигнизацией.

В последние годы участились парапротеинемические гемобластозы (миеломная болезнь, лимфоцитомия, лейкозы), когда на электрофореграмме может наблюдаться присутствие двух (и очень редко трех) моноклональных протеинов. Анализ протеинов абсолютно необходим в диагностике и мониторинге лимфопролиферативных заболеваний. При этом если иммуннохимический метод может выявить количественные отклонения протеиновой продукции, отмечая наличие расстройства в этой среде, то электрофорез в состоянии продемонстрировать моноклональную сущность этих нарушений. Однако, выявление того или иного варианта парапротеинемии на электрофоретической картине недостаточно для полной идентификации патологического процесса. В таких случаях необходимо использовать иммуноэлектрофорез .

Поликлональные гаммопатий в общих чертах характеризуются диффузным увеличением уровня протеина в гамма-регионе на электрофоретической пластине. Обычно концентрации трех главных иммуноглобулинов (IgG, IgA, IgM) соответственно увеличены

Обычно поликлональная гаммопатия наиболее часто встречаемое в клинике отклонение после гипоальбуминемии.

Сохраняющаяся поликлональная гаммопатия имеет определенную прогностическую значимость при ряде заболеваний: хроническая патология печени, коллагенозы, хронические инфекции, метастатистическая карцинома, ожоговая болезнь.

Снижением большинства или даже всех иммуноглобулинов характеризуется гипогаммоглобулинемия и агаммоглобулинемия

Рис.4 Гипогаммаглобулинемия и агаммаглобулинемия

Чаще всего это связано с наследственной патологией и проявляется уже в раннем детстве (синдром Вискотт-Алдриха, болезнь Брутона, атаксия).

Приобретенная недостаточность иммуноглобулинов во взрослом возрасте может быть вторичной, в виде моноклональной гаммопатии или быть индуцированной иммуносупрессивной терапией. Остановимся на электрофоретических характеристиках сывороточных протеинов при некоторых клинических проявлениях.

Острое воспаление. характеризующееся локализованным биохимическим ответом (активация комплемента) и реакцией на клеточном уровне (мобилизация фагоцитов, увеличение синтеза протеинов), дает при электрофорезе белков сыворотки увеличение уровней альфа 1-й альфа 2-глобулинов, фибриногена (рис.5).

Хроническое воспаление ассоциируется с увеличением фракций белков, рассматриваемых как «белки хронической фазы». Электрофоретически это будет проявляться умеренным увеличением альфа 2-глобулинов и легким увеличением бета-глобулинов. Альбумин может быть слегка подавлен на фоне поликлонального увеличения гамма глобулинов (рис.6).

Рис.6 Хроническое воспаление

Такие отклонения, характеризующие хроническое воспаление, могут проявляться при хронических инфекциях (бруцеллез, туберкулез и др.), коллагенозах, аллергиях, аутоиммунных процессах, а также при малигнизации.

Заболевание печени. В связи с тем, что в печени синтезируются альбумин и альфа-глобулин, заболевания этого органа, затрагивающие белковосинтезирующую функцию могут сопровождаться снижением их уровней в крови, что соответственно отразится на электрофореграммах (рис.7).

Следует однако помнить, что печень обладает значительными резервами синтезирующей способности, поэтому выявление данных нарушений будет свидетельствовать о глубоких гепатоцеллюлярных нарушениях

Дата добавления: 2014-01-05 ; Просмотров: 577 ; Нарушение авторских прав? ;

Нам важно ваше мнение! Был ли полезен опубликованный материал? Да | Нет

источник

Электрофорез сывороточных белков: современные возможности анализа

Гильманов А.Ж., д.м.н., профессор
Саляхова Р.М., к.м.н., доцент
Кафедра лабораторной диагностики ИПО Башкирского медуниверситета, г. Уфа

Информативность и экономичность – важнейшие требования к лабораторным исследованиям, которые приходится учитывать как в отечественной, так и в зарубежной практике. Одним из достаточно информативных лабораторных тестов, используемых в настоящее время, является электрофорез белков биологических жидкостей (сыворотка крови, моча, спинномозговая жидкость и др.), который позволяет получить значительную диагностическую информацию. К сожалению, в большинстве лабораторий нет необходимых приборов. В то же время часть лабораторий, имеющих оборудование для электрофореза, им зачастую не пользуется из-за поломок, отсутствия расходных материалов или, как нередко бывает, невостребованности этого типа анализов лечащими врачами вследствие их недостаточной осведомленности о современных возможностях и клинической значимости этого метода. Исследование белкового и липопротеинового спектра сыворотки крови особенно значимо для диагностики патологических состояний, сопровождающихся нарушениями обмена белков и дислипопротеидемиями. При многих заболеваниях в сыворотке крови изменяется соотношение отдельных белков (диспротеинемия), хотя общее содержание белка может остаться нормальным.

В настоящее время известно более 150 индивидуальных сывороточных белков; значительную часть из них можно количественно определить современными иммуноферментными, иммунохемилюминесцентными и иммунотурбидиметрическими методами. Но при всей информативности и доказательности таких анализов пока они в основном малодоступны из-за сравнительной дороговизны: себестоимость одного количественного определения апопротеинов, антитрипсина или иммуноглобулинов составляет от 2 до 8 долларов США. Вместе с тем типовые сдвиги белкового состава сыворотки крови можно определить гораздо более доступным электрофоретическим методом, который к тому же позволяет «одним взглядом» оценить общую картину белкового спектра и получить значимую диагностическую информацию.

Принцип электрофоретического разделения молекул состоит в их движении с раз-личной скоростью в постоянном электрическом поле. Наиболее часто в клинической практике используется электрофорез на поддерживающих средах-носителях – хроматографической бумаге, ацетатцеллюлозных мембранах, различных гелях, а также на комбинированных средах. Электрофорез на бумаге до недавнего времени широко применялся во многих лабораториях, однако он имеет много недостатков. Основной из них – в том, что результаты фракционирования белков этим методом могут быть получены лишь на 2-3 день исследования. Электрофорез в агарозном, крахмальном и особенно в полиакриламидном геле дает существенно лучшие результаты, позволяя идентифицировать большее количество белковых фракций сыворотки (до 30), но и ему присущи недостатки – сложность приготовления геля или дороговизна готовых гелевых пластин. Использование мембран из ацетата целлюлозы позволяет достигнуть компромисса и использовать их главные особенности — однородность материала, очень малую емкость слоя, требующую микроколичеств пробы (0,4–2,0 мкл), быстроту разделения и окраски белков (20-80 мин), легкость отмывания фона, а также относительно низкую стоимость пленок и их доступ-ность. В целом применение ацетатцеллюлозных мембран позволяет повысить четкость фракционирования и значительно сократить время, требуемое для разделения, окраски и анализа.

Знак и величина электрического заряда молекул белков сыворотки крови, а значит, направление и скорость их движения при электрофоретическом разделении, зависят от значения рН и ионной силы среды. Кроме того, скорость движения белковых молекул оп-ределяется их молекулярной массой, ионным окружением (составом и концентрацией бу-фера), приложенным напряжением и другими факторами. В связи с этим для получения сопоставимых данных электрофорез должен осуществляться при строго определенных значениях указанных параметров. В буферном растворе с рН=8,6 или 8,9 и ионной силой 0,08–0,15 моль/л все белки сыворотки крови приобретают отрицательный заряд и движутся от катода к аноду, причем дальше всего уходят альбумины, имеющие меньшую молекулярную массу, затем располагаются a ₁-, a ₂-, b — и g -глобулины. Иногда каждая из этих основных фракций может разделиться на несколько подфракций.

Следует указать, что результаты электрофореза сильно зависят от подготовки про-бы и мастерства лабораторного персонала. Сыворотку крови для исследования лучше брать свежей, хранившейся не более нескольких часов. В пробе не должно быть следов гемолиза; в противном случае свободный гемоглобин и его комплекс с гаптоглобином мо-гут образовать дополнительные полосы в области a ₂— и b -глобулинов. В присутствии ионов кальция и под влиянием некоторых лекарственных веществ возможно расслоение b -фракции на две подфракции, что объясняется нарушением подвижности С3-компонента комплемента. Наконец, в целом качество «картинки» зависит от навыков нанесения пробы (это тоже определенное искусство, формирующееся практикой) и используемых инструментов-аппликаторов.

Необходим постоянный контроль рН буфера, применяемого для электродных камер и для смачивания пленок, т.к. от его значения зависит качество разделения фракций. Дело в том, что в ходе электрофореза на аноде и катоде протекают различные электрохимические процессы, приводящие к изменениям характеристик буферных растворов (в ча-стности, рН). В связи с этим для восстановления его значения некоторые специалисты рекомендуют по окончании рабочего дня смешивать буферные растворы из разных элек-тродных камер путем сливания в один сосуд, что позволяет существенно продлить срок службы буфера (в зависимости от интенсивности работы — до нескольких недель и более, но с условием периодического контроля рН; при выходе этого показателя за пределы ±0,1 0,2 от требуемых величин буферный раствор подлежит замене на свежеприготовленный). Срок работы электродных буферных растворов уточняется опытным путем; обычный признак потери их годности – сокращение длины разгонной дорожки, «наложение» белковых фракций друг на друга и «обрезанный» задний край гамма-глобулиновой фракции при обычных значениях тока (напряжения) и времени электрофореза. Замачивание пленок необходимо всегда осуществлять в свежем буферном растворе, не применявшемся в качестве электродного буфера.

Надо помнить, что электрофорез относится к полуколичественным исследованиям. Это определяется самой «технологией» его этапов, в частности, окраски проб и денситометрии. По принятым международным правилам, первоначальная оценка результатов электрофоретического разделения сывороточных белков (выявление нормы или патологии) должна проводиться визуально, путем сравнения с картиной нормальной сыворотки, а количественные данные предназначены только для документирования результатов и динамического наблюдения. При оценке фракций только по процентному их содержанию возможны ошибки трактовки анализа. Например, при гипергаммаглобулинемии относительное количество альбумина (в %) автоматически окажется сниженным, хотя его абсолютная концентрация (в г/л) реально не изменялась. Для исключения недоразумений желательно количественно определять белковые фракции — в г/л, что легко осуществить умножением процентного содержания отдельных фракций на концентрацию общего белка в сыворотке крови. Можно дополнительно провести определение уровня сывороточного альбумина колориметрическим методом и результат сравнить со значением, полученным при электрофорезе; эта процедура одновременно поможет оценить качество анализа.

С учетом приведенного выше, при интерпретации результатов клиницистам нет смысла придавать диагностическое значение, например, снижению содержания альбумина у пациента на 2-3% от справочных данных. Само понятие нормы в лабораторной практике весьма условно; нормальные значения параметров зависят от местных факторов и должны формироваться в первую очередь «на местной базе», т.е. в конкретной лаборатории при обследовании здорового контингента. Вместе с тем для общего контроля качества разделения белков выпускаются специальные контрольные сыворотки, которые желательно иметь в каждой лаборатории, работающей этим методом.

Приведенные положения о количественной оценке фракций в полной мере относятся и к электрофоретическому разделению липопротеинов сыворотки крови, применяе-мому для оценки типа и тяжести гиперлипопротеинемии (ГЛП) с учетом количества триглицеридов, холестерина общего и холестерина в составе ЛПВП. Наибольшее значение электрофоретический метод имеет для дифференциальной диагностики атерогенной ГЛП III типа и умеренно атерогенной ГЛП V типа: ГЛП-III характеризуется наличием патоло-гически измененных (аномальных) ЛП, отличающихся значительным содержанием ТГ, ХС и одновременно высокой электрофоретической подвижностью; на графике будет видно слияние фракций ЛПНП и ЛПОНП ( b -ЛП и пре- b -ЛП). Но надо помнить, что методом электрофореза выявляется только относительное распределение фракций, количественная оценка отдельных ЛП не рекомендуется, поскольку для этого метода не существует стандартных калибровочных и контрольных материалов.

Для электрофореза белков используются различные аппараты, как ручные, так и полуавтоматические. Современные комплексы оснащены микропроцессорными блоками питания и управляются компьютером; в большинстве систем на последней стадии исследования окрашенных мембран или гелевых пластинок (определения относительного количества белков в каждой фракции) используется электронный цветной сканер или миниатюрная фотокамера, что существенно повышает точность и воспроизводимость результатов. Программное обеспечение дает возможность усредненного расчета оптической плотности отдельных фракций путем автоматического определения границ «дорожек» и многократного сканирования каждой из них в нескольких «разрезах», что позволяет исключить ошибки из-за локальных микродефектов и неровного положения носителя, а также до определенной степени нивелировать искривление дорожки и влияние окрашенного фона при неполной отмывке. На экран дисплея и на принтер выводится график-денситограмма с рассчитанным содержанием отдельных белковых фракций. При необходимости маркеры границ фракций на графике можно скорректировать, при этом будет произведен автоматический пересчет их показателей. В компьютере, как правило, создается архив электрофореграмм; их можно в любое время извлечь и просмотреть.

Электрофорез белков, позволяющий определить их количественные сдвиги и физико-химические характеристики, помогает выявить заболевания печени и почек, иммунной системы, некоторые злокачественные новообразования (лейкозы), острые и хронические инфекции, генетические поломки и др. Известен ряд своеобразных электрофоретических «синдромов» – типичных картин электрофореграмм, характерных для некоторых патологических состояний. Среди них можно отметить:

1.Острое воспаление с активацией системы комплемента и увеличением синтеза острофазных белков ( a ₁-антитрипсина, гаптоглобина, фибриногена и др.). Оно проявляется увеличением доли a ₁— и a ₂-глобулинов и может быть подтверждено измерением СОЭ, исследованием концентрации С-реактивного белка, фибриногена (в динамике) и других острофазных белков.

2.Хроническое воспаление с усилением синтеза ряда острофазных белков, а также имму-ноглобулинов; проявляется умеренным возрастанием a ₂— и b -глобулинов, повышением g -глобулинов и некоторым снижением альбумина. Подобные отклонения могут наблюдаться при хронических инфекциях, коллагенозах, аллергии, аутоиммунных процессах и при малигнизации.

3.Тяжелые заболевания печени сопровождаются снижением синтеза альбумина и a -глобулинов, что и отражается на электрофореграммах. Как указывалось выше, нужно помнить, что процентная концентрация альбумина может оказаться сниженной лишь относительно, из-за накопления других белков, поэтому оценивать нарушения белково-синтезирующей функции печени следует по абсолютному содержанию альбумина (в г/л). При хронических гепатитах и циррозах печени возрастает как относительное, так и абсолютное количество g -глобулинов ( b — и g -фракции могут сливаться из-за накопления IgA), причем превышение g -глобулинов над альбуминами является весьма неблагоприятным прогностическим признаком.

4.Нефротический синдром сопровождается увеличением фильтрации белков в почках и селективной протеинурией – потерей с мочой большого количества альбумина и части низкомолекулярных глобулинов ( a ₁-антитрипсина, трансферрина). При этом в печени усиливается синтез более крупных протеинов семейства a ₂-глобулинов (макроглобулин, апо-В), которые накапливаются в крови и формируют картину со значительным снижением альбумина и повышением a ₂-глобулинов.

5.Нарушение всасывания или значительная потеря белков возможна как при нефротическом синдроме, так и при массивных ожогах, синдроме Лаэлла, патологии желудочно-кишечного тракта и т.д. В последнем случае снижается абсолютное содержание общего белка и особенно альбумина, а на протеинограмме оказывается уменьшенной доля альбумина при относительно равномерном возрастании всех глобулинов. Введение белковых препаратов (иммуноглобулины, альбумин или плазма крови) в ходе лечения больных немедленно отражается на электрофоретической картине, что позволяет следить за динамикой потерь или выведения поступивших белков.

6.Тяжелый иммунодефицит врожденного или приобретенного генеза обычно сопровождается выраженным снижением g -глобулиновой фракции. При этом желательно провести дополнительное количественное определение IgG, IgA и IgM.

7.Парапротеинемия при злокачественных и доброкачественных процессах – симптом, для выявления которого именно электрофорез является методом выбора. При накоплении в крови моноклональных иммуноглобулинов или фрагментов их цепей, как бывает, в частности, при миеломной болезни и некоторых лейкозах, на протеинограмме появляется более или менее острый пик в области от a ₂— до g -глобулинов (так называемый М градиент), хорошо заметный визуально. Электрофорез белков мочи, проведенный параллельно, в этом случае выявит пик, находящийся в той же области. Для дифференцировки парапротеинов и идентификации белковых цепей можно использовать современнейшую модификацию электрофореза – иммунофиксацию, для которой выпускаются специальные гелевые пластины с антисыворотками.

Ниже представлены примеры интерпретации данных исследования сыворотки крови нескольких пациентов, проведенного с помощью устройства электрофореза с анализатором электрофореграмм УЭФ-01-«Астра» производства НПЦ «Астра» (г. Уфа).

Рис. 1. На протеинограммах хорошо виден М-градиент в области g — глобулинов, что свидетельствует о гаммапатии (скорее всего моноклональной), сопровождающейся резким повышением g -глобулиновой фракции, снижением b -глобулинов и альбуминов. Это может быть характерно для g -плазмоцитом, макроглобулинемии Вальденстрема, амилоидоза, лимфомы, а также возможно при введении некоторых антикоагулянтов. Для уточнения диагноза необходимо определение содержания общего белка в сыворотке крови и белка Бенс-Джонса в моче, проведение электрофореза с иммунофиксацией и др.

Рис. 2. Изменения на представленных электрофореграммах также характерны для моноклональной гаммапатии. Резко повышена g -глобулиновая фракция (хорошо заметен М-градиент).

Рис. 3. На протеинограмме — значительное снижение альбуминов, резкое повышение a ₂-глобулинов и некоторое возрастание b -глобулинов. Значительное уменьшение уровня как альбуминов, так и общего белка в сыворотке крови характерно для нефротического синдрома; косвенным свидетельством гипопротеинемии может быть низкая интенсивность окраски белковых фракций данной дорожки по сравнению с соседними. Другие, более редкие состояния со сходным изменением фракций: a ₂-плазмоцитома, опухоли, термические ожоги, ряд острых и подострых заболеваний, а также анальбуминемия. Для уточнения диагноза необходимо определение общего белка в сыворотке крови, электрофорез с иммунофиксацией, электрофорез белков мочи и т.д.

Рис. 4. Отмечается небольшое избирательное снижение фракции g -глобулинов, что возможно при иммунодефиците, иммуносупрессии на фоне лечения кортикостероидами, иммунодепрессантами, химиотерапии, а также при некоторых лимфопролиферативных заболеваниях.

Рис.5. На данной электрофореграмме представлены результаты разделения липопротеидов сыворотки крови, выполненного параллельно с сывороточными белками. Отмечается увеличение фракции пре- b -липопротеинов, что в сочетании с повышением уровня общего холестерина и триглицеридов и равномерно-мутным видом сыворотки харак-терно для ГЛП IV типа. Для окончательного фенотипирования необходимы данные о клинических проявлениях заболевания, наследственной отягощенности и индексе атерогенности.

Рис. 6. Данная фореграмма отражает увеличение фракции b -липопротеинов на фоне повышения содержания общего холестерина (6,8 ммоль/л) и нормального уровня триглицеридов (1,1 ммоль/л), что при прозрачной сыворотке характерно для ГЛП IIа типа.

Рис. 7. Данная фореграмма также свидетельствует о ГЛП IIа типа (увеличение фракции b -липипротеинов, повышение содержания холестерина (7,2 ммоль/л), нормальный уровень триглицеридов (1,5 ммоль/л). Сыворотка у таких больных прозрачная.

Электрофоретические методы в клинической лабораторной диагностике имеют хорошую перспективу. Так, среди новинок можно отметить автоматические системы капиллярного электрофореза, которые выполняют быстрое разделение биомолекул внутри капилляра под действием высокого напряжения; для таких приборов требуются уже не микролитры, а нанолитры образца. В целом использование современных электрофоретических анализаторов позволяет с высокой точностью и минимальными затратами исследовать широчайший спектр биохимических параметров с целью уточнения диагноза, мониторинга патологического процесса и обоснования методов терапии заболеваний.

1. Сергеева Н.А. // Клин. лаб. диагн. – 1999. — № 2. — С. 25-32.
2. Титов В.Н., Амелюшкина В.А. Электрофорез белков сыворотки крови. –М., 1994.
3. Камышников В.С. Справочник по клинико-биохимической лабораторной диагностике (в 2-х томах). Минск, 2000. -463 С.

источник

УСТРОЙСТВО ЭЛЕКТРОФОРЕЗА БЕЛКОВ СЫВОРОТКИ КРОВИ НА ПЛЕНКАХ ИЗ АЦЕТАТА ЦЕЛЛЮЛОЗЫ

С РЕГУЛИРУЕМЫМИ ПАРАМЕТРАМИ НАПРЯЖЕНИЯ,

СИЛЫ ТОКА И РЕЖИМОВ УЭФ-01-«АСТРА»
Руководство по эксплуатации

АСТР.054954.001 РЭ

г. УФА, 2010

Устройство электрофореза сыворотки крови на пленках из ацетата целлюлозы с регулируемыми параметрами напряжения, силы тока и режимов УЭФ-01-«АСТРА» (в дальнейшем – устройство) предназначено для исследования спектра сыворотки крови методом электрофореза в биохимических, клинико-диагностических и научных лабораториях медицинских учреждений.
Устройство поставляется в следующем комплекте

К работе с устройством допускается медперсонал, ознакомившийся с настоящим руководством и прошедший специальное обучение.

1. ТЕХНИЧЕСКИЕ ДАННЫЕ
Источник питания

2. ПРИНЦИП РАБОТЫ
Принцип электрофоретического разделения веществ заключается в использовании свойства их перемещения в постоянном электрическом поле определенной напряженности. Скорость перемещения веществ в этом случае зависит от электрического заряда их молекул, от молекулярной массы и других факторов. Наиболее удобным для использования в клинической практике является зональный электрофорез на поддерживающих средах-носителях, в качестве которых используется хроматографическая бумага, ацетатцеллюлозные мембраны, агаровый, крахмальный или полиакриламидный гели и др., а также комбинированные среды.

Электрофорез на бумаге все ещё применяется в некоторых лабораториях, однако, этот способ имеет существенные недостатки: низкое качество разделение на фракции из-за неоднородности бумаги, длительность процессов разделения, окрашивания, отмывания и т. д. Электрофорез в агаровом, крахмальном и особенно в полиакриламидном геле дает существенно лучшие результаты, позволяя получать четкое разделение и идентифицировать большее количество белковых фракций сыворотки (до 30), но ему присущи свои недостатки — сложность процедуры приготовления геля и дороговизна готовых гелевых пластин. Использование для электрофореза мембран из ацетата целлюлозы позволяет достигнуть компромисса и использовать главные особенности пленок – химическую однородность материала и одинаковый размер пор, очень малую емкость слоя, требующую малый объём пробы (0,2–2 мкл), быстроту разделения и окраски белков (20–80 мин), незначительный эндоосмос, легкость отмывания фона, а также относительно низкую их стоимость.

Знак и величина заряда молекул, а значит, направление и скорость их движения при электрофоретическом разделении зависят от значения рН и ионной силы среды. В связи с этим для получения сопоставимых данных электрофорез должен осуществляться при строго определенном значении указанных параметров, т. е. в стандартном буферном растворе. В качестве электролита для электрофореза белков сыворотки крови чаще всего применяются веронал-мединаловый, веронал-ацетатный, мединал-цитратный с рН=8,6 или трис-буфер с рН=8,9; для электрофореза липопротеидов – веронал-мединаловый с рН=8.6. 8.8 или трис-глициновый буфер.

Устройство электрофореза УЭФ-01-«АСТРА» обеспечивает проведение всех указанных этапов электрофореза на ацетатцеллюлозных пленках.
3. ВВОД В ЭКСПЛУАТАЦИЮ

При отсутствии в лаборатории розетки с заземлением ее следует предварительно установить. Использование заземления обязательно!

4. ПОДГОТОВКА ПРИБОРА К РАБОТЕ
4.1. Подготовка растворов.

Приготовить электродный буфер и красящий раствор в соответствии с инструкцией, прилагаемой к набору реактивов.
4.2. Подготовка аппарата.

Сетевую вилку прибора подключить к сетевой розетке, которая для обеспечения безопасности должна иметь заземляющий контакт.

Подключить к выходному кабелю прибора камеру деления. Налить буфер в камеру так, чтобы его уровень не доходил на 2–3 мм до края барьера, разделяющего два отделения камеры.

Включить выключатель СЕТЬ на задней панели прибора. Запустится тест индикатора (последовательно высветятся цифры от 0 до 9). После окончания теста прозвучит звуковой сигнал, на индикаторе прибора появится надпись Р1 (режим 1).

Если Вы хотите ввести новые параметры – воспользуйтесь пунктом 7 данного Руководства.
4.3. Подготовка проб.

Налить в емкости для реагентов по 100 мл буферного раствора, красителя и отмывающего раствора. Извлеченную из пачки ацетатцеллюлозную пленку аккуратно поместить на поверхность электродного буфера на 10–25 минут, следя за равномерностью смачивания. Слишком быстрое погружение в раствор может привести к задержке пузырьков воздуха в порах. Удалить избыток раствора с поверхности, слегка отжав пленку между листами фильтровальной бумаги. Закрепить пленку в мостике с желтым замком. Маркировать пленку, произведя прокол о шип в основании мостика.

То же проделать еще с двумя пленками и закрепить в мостиках с красным и зеленым замками.

Таким же образом наносятся исследуемые пробы на пленки в мостиках с красной и зеленой меткой.

Нажать кнопку ПУСК ( подробней см. пункт 5.1.).

При проведении электрофореза липопротеидов на каждую пленку наносят большую порцию сыворотки (две аппликации). См. Приложение 1.

5. ПОРЯДОК РАБОТЫ
5.1. Процедура электрофореза:
5.1.1. Запуск прибора в работу.

После включения выключателя СЕТЬ начинается тест индикации, т.е. в каждом разряде индикатора высвечивается последовательность: 0,1,2…9, и горят все светодиоды. После окончания тестирования звучит звуковой сигнал, гасятся светодиоды (кроме светодиода СЕТЬ) и зажигается надпись Р1 (режим 1).

Соответствие символов клавиатуры и режимов работы

источник

ОФС.1.8.2.0009.15 Определение однородности лекарственных препаратов из сыворотки крови человека и животных методом электрофореза на плёнках из ацетата целлюлозы

Содержимое (Table of Contents)

ОФС.1.8.2.0009.15 Определение однородности лекарственных препаратов из сыворотки крови человека и животных методом электрофореза на плёнках из ацетата целлюлозы

Настоящая общая фармакопейная статья распространяется на метод электрофореза на пленках из ацетата целлюлозы, который предназначен для определения однородности (идентичности) иммунобиологических лекарственных препаратов (иммуноглобулинов). Метод основан на различной скорости перемещения белков в электрическом поле в зависимости от соотношения основных и кислотных групп белка, рН, ионной силы буферного раствора, величины заряда и молекулярной массы частиц.

МИНИСТЕРСТВО ЗДРАВООХРАНЕНИЯ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ

ОБЩАЯ ФАРМАКОПЕЙНАЯ СТАТЬЯ

Определение однородности ОФС.1.8.2.0009.15

лекарственных препаратов

из сыворотки крови человека

и животных методом

электрофореза на плёнках

из ацетата целлюлозы Вводится впервые

Настоящая общая фармакопейная статья распространяется на метод электрофореза на пленках из ацетата целлюлозы, который предназначен для определения однородности (идентичности) иммунобиологических лекарственных препаратов (иммуноглобулинов). Метод основан на различной скорости перемещения белков в электрическом поле в зависимости от соотношения основных и кислотных групп белка, рН, ионной силы буферного раствора, величины заряда и молекулярной массы частиц.

Белки движутся в электрическом поле со скоростью, пропорциональной их суммарному заряду. Белки, имеющие суммарный отрицательный заряд, движутся к аноду (+), а положительно заряженные – к катоду (–). По скорости движения в электрическом поле белки делятся на 5 основных фракций: альбумины, α1-глобулины, α2-глобулины, β-глобулины и γ-глобулины. Наименьшей скоростью продвижения обладают γ – глобулины (молекулярная масса 150-160 тыс. кДа); они практически остаются на линии старта, т.к. их заряд близок к нейтральному. Альбумины обладают выраженным отрицательным зарядом и меньшей молекулярной массой (67-70 тыс. кДа), поэтому в электрическом поле они движутся с наибольшей скоростью и в результате обнаруживаются дальше других белковых фракций от линии старта. С меньшей скоростью, чем альбумины, в электрическом поле перемещаются α1-, α2- и β-глобулины.

На увлажнённую плёнку из ацетата целлюлозы размером 90х90 мм, заправленную в специальную рамку, наносят 2-4 мкл исследуемых образцов (5 образцов в 2-х параллельных определениях) и для идентификации контрольный образец – сыворотка для контроля качества электрофоретического разделения белковых фракций. Определение проводят в 2-х параллельных определениях. Предварительно в электродные секции камеры (аппарат для электрофореза на плёнках из ацетата целлюлозы) наливают барбиталовый буферный раствор (рН 8,4). Вместо барбиталового буферного раствора можно использовать любой подходящий коммерческий буферный раствор с указанным значением рН.

Рамку с пленкой из ацетата целлюлозы помещают в разделительную камеру, закрывают крышкой, включают источник питания (сила тока 8-10 мА, напряжение 100-129 В). Разделение проводят в течение 30-40 мин. После проведения электрофореза снимают крышку разделительной камеры, не допуская попадания конденсационной воды на пленку. Рамку с плёнкой извлекают из камеры, избегая контакта с участками, где происходил электрофорез испытуемых образцов. Пленку достают из рамки пинцетом и дают подсохнуть на воздухе. Затем плёнку обрезают с обоих концов (около 2,5 мм), помещают в кювету с 50 мл раствора красителя и выдерживают в течение не более 5 мин (контакт с красителем в течение более длительного времени может деформировать плёнку). Плёнку вынимают из кюветы и после стекания избыточной жидкости помещают на 5 мин поочерёдно в 3 кюветы, со 100 мл отмывочной жидкости (для ускорения процесса отмывки кювету покачивают). После отмывки фон плёнки должен приобрести бледно-голубое окрашивание или стать почти прозрачным. Далее плёнку тщательно промывают водой, помещают между листами фильтровальной бумаги и слегка промокают.

Идентификацию белковых фракций проводят путём сравнения электрофореграммы испытуемых образцов с электрофореграммой контрольной сыворотки для контроля качества электрофоретического разделения белковых фракций. Сыворотка должна разделиться не менее, чем на 5 фракций: альбумин, α1- и α2-глобулины, β-глобулин и γ-глобулин. После проведения электрофореза проводят количественное определение фракций иммуноглобулина путём извлечения краски из плёнки элюирующим раствором с последующим колориметрированием или путём денситометрии электрофореграмм.

Колориметрическое определение. Извлечение краски каждой фракции проводят в 3 мл элюирующего раствора с 2-х параллельных электрофореграмм. Элюцию проводят в течение 40 мин при многократном встряхивании. Оптическую плотность полученного элюата измеряют на спектрофотометре при длине волны 620 нм в кюветах с толщиной слоя 10 мм по отношению к элюату неокрашенного участка электрофореграммы. Сумму оптических плотностей всех белковых фракций принимают за 100 % и рассчитывают процентное содержание каждой фракции препарата иммуноглобулина.

Денситометрическое определение. Электрофореграммы исследуемых образцов высушивают между листами фильтровальной бумаги в полиэтиленовом пакете (такие условия высушивания исключают деформацию плёнки). Высушенные плёнки просветляют вазелиновым маслом, пропитывая их таким образом, чтобы в плёнке не остались пузырьки воздуха. Для этого плёнку следует держать горизонтально и нижней поверхностью осторожно касаться масла. Избыток вазелинового масла удаляют, промокая плёнку между листами фильтровальной бумаги.

Фракции иммуноглобулина записываются денситометром в виде пиков. Величина площади каждого пика пропорциональна количеству краски, соединившейся с белком. С помощью автоматического интегратора площадь каждого пика вычисляют по формуле площади прямоугольника

(h ∙ d, где h – максимальная высота пика, d – ширина пика). Сумма площадей всех пиков фракций иммуноглобулина принимается за 100 % и вычисляется процентное содержание каждой фракции в испытуемом препарате иммуноглобулина.

1. Подготовка плёнки из ацетата целлюлозы. Плёнку смачивают в барбиталовом буферном растворе и гладкой стороной помещают в кювету на поверхность буферного раствора на 2 мин, а затем пинцетом погружают на дно кюветы и выдерживают 5 мин. После этого плёнку вынимают пинцетом, избыток влаги удаляют между листами фильтровальной бумаги и заправляют в рамку, избегая неравномерного натяжения и провисания.
2. Подготовка испытуемых образцов. Испытуемые образцы предварительно обрабатывают 0,05% раствором красителя – бромфенолового синего, используемого для отслеживания продвижения и распределения белковых фракций препарата иммуноглобулина в процессе электрофореза. В пробирку типа Эппендорф помещают 100 мкл испытуемого образца и 10 мкл 0,05% раствора бромфенолового синего и перемешивают. Окрашенные испытуемые образцы в объеме 2-4 мкл помещают в каждую лунку лотка.
3. Приготовление барбиталового буферного раствора (рН 8,4)*. В мерную колбу вместимостью 1000 мл помещают 8,5 г натрия барбитала, растворяют в 600-700 мл воды очищенной, прибавляют 11 мл 1М раствора хлористоводородной кислоты, доводят объём раствора водой до метки и перемешивают.

*Вместо барбиталового буферного раствора можно использовать любой другой коммерческий буферный раствор с известным значением рН.

4.Приготовление 1 М раствора хлористоводородной кислоты. В мерную колбу вместимостью 1000 мл помещают 85 мл хлористоводородной кислоты концентрированной, доводят объём раствора до метки и перемешивают.

1. Приготовление красителя. К 0,5 г амидочёрного 10 Б прибавляют 10 мл уксусной кислоты ледяной, 3 г трихлоруксусной кислоты и 90 мл этилового спирта и перемешивают. Для полного растворения краситель оставляют на 24 ч. Перед использованием раствор красителя перемешивают и фильтруют через бумажный фильтр.
2. Приготовление раствора для отмывки электрофореграмм. В мерный цилиндр вместимостью 1000 мл помещают 40 мл уксусной кислоты ледяной, прибавляют 700 мл воды очищенной и перемешивают. Затем объём раствора доводят водой очищенной до метки и вновь перемешивают.
3. Приготовление элюирующего раствора. Смешивают 10 мл 1 М раствора натрия гидроксида с 1 мл 1 М раствора натрия эдетата (трилон Б).

Если условия проведения анализа и реагенты отличаются от приведенных в данной статье, они должны быть указаны в соответствующей фармакопейной статье или нормативной документации с изложением иной валидированной методики анализа.

источник

Основные требования к технологическим системам и процедуре осуществления зонального электрофореза (на хроматографической бумаге, ацетатцеллюлозной пленке, гелях) белков плазмы (сыворотки) крови

Принцип фракционирования ( электрофореза) основан на том, что в электростатическом поле белки сыворотки крови движутся по смоченной буферным раствором хроматографической бумаге (ацетатцеллюлозной пленке, крахмаловому, агаровому гелям) со скоростью, зависящей в основном от величины электрического заряда и молекулярной массы частиц. Вследствие этого белки сыворотки крови разделяются обычно на 5 основных фракций: альбумины, α₁-глобулины, α₂-глобулины, β-глобулины и γ-глобулины, содержание которых определяется с помощью фотометрии или денситометрии. При обработке красителями белки связываются с ними пропорционально своей концентрации. Определив интенсивность окрашивания, можно вычислить концентрацию белковых фракций.

Основные требования к приборам, реагентной базе и процессу осуществления электрофореза

Система для электрофореза. Блок питания должен давать стабилизированный ток силой 50—100 мА при напряжении 180— 600 В.

Электрофоретическая камера . Для предохранения полосы носителя от высыхания в камере должна поддерживаться определенная влажность воздуха. При нагревании бумаги уси­ ленно испаряется буферный раствор в середине полосы и с краев ленты, что обусловливает его движение (реофорез) и вследствие этого изменение формы пятен фракций белков в процессе их электрофоретического разделения; поэтому отдельные конструк­ ции электрофоретических камер располагают системой охлажде­ ния полосок носителя.

В разных отделах камеры буферный раствор должен иметь одинаковый уровень, чтобы избежать его перелива через ленту в результате сифонного действия. Концы полосок носителя не сле­дует погружать в буферный раствор, в котором находятся элек­троды. Электрическую связь между лентами и электродами уста­навливают посредством фитильков из бумажных полосок (ваты, марли), смоченных буферным раствором; этим устраняется пере­дача изменений рН буфера в то пространство, в которое погруже­ ны ленты.

Поскольку полоса ацетатцеллюлозной пленки (бумаги) может быть расположена как горизонтально, так и под углом к горизон­тали (вертикально), соответственно различают горизонтальный и вертикальный электрофорез. Первый из них позволяет получить более точные результаты. Важно, чтобы полоска носителя (хроматографической бумаги, ацетатцеллюлозной пленки) была хо­рошо натянута. Желательно, чтобы она располагалась как бы в «подвешенном» состоянии, поддерживаемая вертикально распо­ложенной перегородкой, системой натянутых капроновых нитей, а связывающий обе ванны мостик имел шипы для укладывания на них полосок. Это предотвращает образование тонкого капил­лярного слоя буферного раствора между полоской ацетатцеллю­лозной пленки, хроматографической бумаги и пластиной; капил­лярный слой буферного раствора в значительной мере ухудшает качество электрофоретического разделения.

Большое значение имеют свойства носителя , исполь­ зуемого для электрофореза. Ацетатцеллюлозная пленка, как и хроматографическая бумага, должна быть однородной и плотной. Поскольку в отдельных лабораториях все еще используют хроматографическую бумагу, в отношении ее как носителя необходимо отметить следующее.

Избранный сорт бумаги: «хроматографическая быстрая» или «хроматографическая медленная» — нельзя менять, так как от этого в определенной мере зависят получаемые результаты. Если хроматографическая бумага подлежит денситометрии, то реко­ мендуется быстро впитывающий сорт, в остальных случаях пред­ почтительнее пользоваться бумагой для медленного впитывания (марки «М»). Бумага марки «М» имеет гладкую лицевую и рубча­ тую обратную стороны. При внимательном рассмотрении обрат­ной стороны можно заметить грубые и крупные штрихи, идущие параллельно более длинной стороне листа. Эти штрихи отражают ход волокон целлюлозы. Применяемые для электрофореза бу­мажные полоски, размером 3,5 х 40 см (или другого формата, со­ответствующего габаритам электрофоретической камеры), наре зают таким образом, чтобы волокна целлюлозы шли вдоль поло­сок. Благодаря этому каждая полоска бумаги представляет собой систему продольно идущих капилляров, что способствует прод­вижению белков (и других веществ) и препятствует их растека­нию к краям полоски. Кроме того, полученная лента, в отличие от аналогичной с поперечным ходом волокон целлюлозы, мень­ше деформируется при увлажнении и высыхании. На одном из концов каждой полоски простым карандашом отмечают номер анализа и дату взятия крови для исследования.

Направление хода волокон целлюлозы в бумаге можно опре­ делить и по растеканию на ней капли воды, принимающей форму эллипса, длинник которого и соответствует распространению во­локон целлюлозы.

Подготовка к электрофорезу и процедура его проведения. Пе ред электрофорезом камеру устанавливают строго горизонталь­но. Кюветы заполняют буферным раствором таким образом, что­ бы уровень жидкости в них был одинаков. Оба отделения каждой кюветы соединяют друг с другом полоской фильтровальной бу­маги. Полоски ацетатцеллюлозной пленки (хроматографической бумаги) равномерно натягивают между кюветными отделениями. Необходимо, чтобы концы увлажненных буфером полос (мем­бран) были погружены в буферный раствор внутренних отделе­ний (если таковые имеются) электродных кювет. Затем на зара­ нее отмеченные у катода участки полосы носителя наносят сыво­ ротку (иногда на расстоянии 2 см от середины полоски в сторону катода).

Наилучшие результаты дает метод пропитывания хроматогра­фической бумаги буферным раствором. Однако на практике в це­лях экономии времени ленты обычно смачивают в буфере и слег­ ка высушивают, отжимая между листами фильтровальной бумаги.

Нанесение на полоску носителя биологического матери­ала осуществляется с помощью аппликатора (специального или импровизированного) либо микропипетки (автоматической, обычной). При первом способе на узкий край шлифованного стекла (покровного, предметного) или полоски отмытой рентге­новской пленки наносят 0,1-миллилитровой микропипеткой 10 мкл (0,01 мл) свежеполученной (негемолизированной) сыворот­ ки.

Этот импровизированный аппликатор приставляют нижним ребром к увлажненной бумаге и после впитывания сыворотки сразу же отнимают (нужно следить за тем, чтобы между боковыми гранями аппликатора и краями полос оставался промежуток ши­ риной 5—6 мм). Наносить сыворотку на бумагу можно и непос­ редственно из пипетки — таким образом, чтобы след сыворотки составил поперечную (по отношению к длиннику бумаги) полоску.

В том и другом случаях нужно соблюдать следующие правила: если используют микропипетку на 0,1 мл, в нее насасывают сы­воротку до метки 0,085. Пипетку зажимают между пальцами в вертикальном положении, причем верхнее ее отверстие не следу­ ет закрывать пальцем. Небольшое количество сыворотки, нахо­ дящееся в пипетке, не вытекает из нее, так как жидкость удержи­ вается капиллярными силами. Слегка касаясь бумаги (материала ацетатцеллюлозной пленки) нижним краем пипетки, ее переме­щают по полосе в поперечном направлении (не доводя пипетку на 2 мм до каждого края), пока мениск сыворотки не опустится до метки 0,095. Удобно пользоваться и автоматической микропи­ петкой.

Допустимо окрашивание сыворотки перед ее нанесением на полосу хроматографической бумаги. Для этого к 0,5 мл сыворот­ки добавляют несколько крупинок (проще всего на кончике стек­ лянной иглы) порошка бромфенолового синего. По перемеще­нию пятна красителя, связывающегося, прежде всего с альбуми­ном, можно визуально следить за миграцией пятен.

Затем крышку камеры плотно закрывают и включают прибор.

Электрофоретическое разделение белков сыворотки крови осуществляют при комнатной температуре и градиенте потенциала от 3 до 8 В на 1 см длины полоски носите­ля. Сила тока, зависящая от величины подаваемого напряжения, разновидности, особенностей состава и рН буферного раствора, толщины полоски носителя (хроматографической бумаги или ацетатцеллюлозной пленки), температуры, при которой происхо­дит разделение, не должна превышать 0,1—0,3 мА на 1 см попе­речного сечения хроматографической бумаги или ацетатцеллю­лозной пленки . Оптимальное время электрофореза подбирают опытным путем. Обычно оно составляет 20—40 мин при электрофорезе на ацетатцеллюлозной пленке и 7—12 ч при электрофорезе на хроматографической бу­маге. По окончании электрофореза отключают источник посто­янного тока, из камеры извлекают бумажные полоски и прикрепляют их на деревянные рамки или развешивают на стеклянных палочках, затем бумажные полоски помещают в горячий сушиль­ ный шкаф так, чтобы они не касались ни друг друга, ни металли­ческих стенок и деталей шкафа (это предохраняет электрофореграммы от смазывания фракций).

Бумажные ленты высушивают в шкафу при 95—105 0 С в тече­ ние 10—15 мин, но не более 20—30 мин. Поскольку связывание индикатора (красителя) белками при последующей обработке за­ висит от условий фиксации (температуры, времени прогрева­ния), необходимо строго соблюдать их постоянство.

Полоски ацетатцеллюлозной пленки (мембраны) не высушивают и далее обрабатывают влажными.

Для окраски электрофореграмм сухие бумажные ленты или увлажненные буферным раствором ацетатцеллюлозные пленки кладут в развернутом виде на дно плоских эмалиро­ванных кювет и осторожно, медленно приливают красящий рас­твор. В процессе обработки реагентами электрофореграммы нельзя накладывать друг на друга и сворачивать.

1. Буферные растворы. На электрофоретическое фракционирование белков большое влияние оказывает рН бу­ ферных растворов, состав и концентрация составляющих их реа­гентов, так как от кислотности (щелочности) среды, ионной силы буферной смеси и некоторых других факторов во многом зависят знак и величина электрического заряда молекул белков.

В качестве электролита чаще всего применяют веронал-мединаловый, веронал-ацетатный, мединаловый, трис-буфер. Реже используют боратный и фосфатный буфер.

Наиболее хорошо зарекомендовали себя следующие буфер­ные растворы:

ü Вероналовый (веронал-мединаловый) буфер с рН 8,6.

ü Веронал-ацетатный буфер с рН 8,6.

ü Мединаловый буфер с рН 7,6.

ü Трис-буфер с рН 8,9 (о чень хорошо разделяются белки сыворотки крови (с выделе нием до 9 фракций) при использовании трис-буфера с рН 8,9).

2. Окрашивающие реагенты. Основным их компонентом явля­ ются индикаторы (бромфеноловый синий, кислотный сине-чер­ ный, амидо черный 10 В и некоторые другие), представляющие собой красители, характерно связывающиеся с белком.

Сухие бумажные ленты выдерживают в этих красителях в те­ чение 30 мин. Входящие в состав красящих растворов сулема, сульфат цинка и уксусная кислота выступают в роли фиксаторов, способствующих улучшению связывания красителя с белком.

3. Отмывающие растворы. Для удаления не связавшегося с б елком красителя электрофореграммы обрабатывают в несколь­ких (обычно 3—5) сменах отмывающего раствора — до тех пор, пока фон лент не сделается светлым (белым), а промывная жид­ кость не перестанет окрашиваться в желтый цвет. Состав отмыва­ ющего раствора во многом зависит от природы применявшегося для окрашивания белков индикатора. Так, при окраске бромфе­ ноловым синим используют раствор уксусной кислоты, получае­мый добавлением к 20 мл ледяной уксусной кислоты 980 мл дис­ тиллированной (или водопроводной) воды; в случае применения амидо черного 10 В или кислотного сине-черного не связавшиеся с белком красители отмывают смесью следующего состава: уксус­ ной кислоты (ледяной) — 100 мл, фенола (расплавленного) — 40 мл, воды водопроводной — 860 мл.

Подготовка электрофореграмм к учету результатов способами денситометрии и фотометрии. Бумажные ленты, отмытые от избытка красителя, высушивают на воздухе при комнатной температуре, притом в затемненном месте, если в качестве красителя использовался бромфеноловый синий. Сухие и окрашенные электрофореграммы хранятся в темноте.

Дальнейшая количественная обработка электрофореграмм состоит либо в элюции (извлечении) красителя из участков бумаги с располагающимися на них окрашенными белковыми фракциями с последующим фотометрическим измерением оптической плотности растворов, либо непосредственной записи электрофореграмм с помощью денситометра – прибора, позволяющего регистрировать (сканировать) картину разделения фракций анализируемых веществ в отраженном или проходящем монохроматическом световом потоке.

При денситометрии в проходящем свете предварительно обесцвечивают фон ацетатцеллюлозных пленок и бумажных лент (последние для этого пропитывают просветляющей жидкостью либо обесцвечивают материал носителя другим способом). Полосу располагают в перемещающем ее устройстве таким образом, чтобы против щели освещения находился неокрашенный участок. Записанная прибором кривая позволяют судить о числе фракций и о содержании в них белка. С помощью интегрального устройства осуществляется количественная обработка картины разделения фракций белков, осуществляемая в автоматическом режиме.

Количественную обработку денситограмм можно выполнить и ручным способом. Для этого кривую делят на ряд участков, соответствующих отдельным фракциям. Величина площади каждого участка пропорциональна количеству красителя, соединившегося с белком данной фракции. Соотношение между этими площадями вычисляют, например, по массе вырезанных участков бумаги, определенной на торсионных весах. Общую массу всех участков принимают за 100% (1,0) или же за содержание общего белка в плазме (в г/л) и вычисляют, какой процент по отношению к нему составляет масса каждого участка (фракции).

Для просветления электрофореграмм (перед «сканированием» в проходящем свете на денситометре) применяют: вазелиновое масло и раствор альфа-бромнафталина в вазелиновом масле – для обесцвечивания фона бумажных лент, а также смеси: ледяная уксусная кислота – ацетон (1:1); пропиловый (изопропиловый) спирт – ледяная кислота – глицерин (85:12:3) – используют для просветления материала ацетатных полос.

Метод элюирования состоит в том, что сначала электрофореграммы разрезают по числу фракций, ориентируясь на самый светлый участок между ними. Каждую фракцию помещают в отдельную пробирку и заливают, например, 3 мл элюирующего раствора. К альбуминовой фракции добавляют двойной (или тройной) его объем, на основании чего величину оптической плотности для альбуминовой фракции умножают на 2 (или на 3). Контролем служит участок фореграмм, не содержащий белка. Пробирки осторожно встряхивают и оставляют в затемненном месте на 30 минут (лучше на 40 минут – 1 час). Плотность испытываемых растворов определяют на фотоэлектроколориметре любого типа с зеленым (красным) светофильтром. В качестве контрольного используют элюирующий раствор, по которому устанавливают «электрический нуль» прибора.

При использовании способа элюирования находят величину абсорбции каждой фракции и общую сумму значений оптической плотности, которую принимают за 100% (либо 1,0) или величину содержания общего белка в плазме (сыворотке) крови, представленную в размерности г/л. В первом случае результаты выражают в относительных, во втором – в абсолютных единицах.

Состав элюирующих растворов, применяемых для извлечения красителя из окрашенных фракций электрофореграмм (эстрагирующие реагенты), во многом зависит от природы используемого индикатора. Так, для извлечения бромфенолового синего применяют 0,01Н раствор едкого натра. Для извлечения кислотного сине-черного красителя используют 0,1Н раствор едкого натра.

Приняв сумму показателей оптической плотности отдельных элюатов за 100% (1,0), по простому тройному правилу рассчитывают относительное содержание альбумина и фракций глобулинов.

Пример . Абсорбция фракции альбумина – 0,52, α₁-глобулины – 0,02, α₂-глобулины -0,05, β-глобулины-0,10, γ-глобулины-0,15. В сумме оптическая плотность отдельных растворов равна 0,84; это значение принимается за 100% (или 1,0).

Тогда содержание альбумина, выраженное в относительных единицах, составит: (0,52 • 1,0)/0,84 = 0,62. Подобным же образом рассчи­тывают относительное содержание всех остальных белковых фракций, выражая его в долях от единицы или процентах. Следу­ ет стремиться к представлению результатов не в относительных, а в абсолютных единицах. Для этого сумму показателей абсорбции всех фракций достаточно отнести к концентрации об­ щего белка сыворотки крови. Тогда, пользуясь аналогичным рас­ четом, легко найти действительную концентрацию альбумина и всех глобулинов.

Пример . Общее количество белка в сыворотке крови — 82 г/л. Сумма абсорбции всех фракций — 0,84. На долю абсорбции фракции альбумина приходится 0,52 ед. Если показатель А, рав­ ный 0,84 ед, соответствует 82 г/л, то 0,52 (А) — х. Отсюда: концен­ трация альбумина в сыворотке крови равна (82 • 0,52)/0,84 = 50,7 (г/л).

Зная содержание общего белка сыворотки (плазмы) крови, легко перевести относительные единицы в абсолютные: 100% со­ответствует 82 г/л, 62,0% — х. Тогда х = (62,0 • 82)/100 = 50,8 (г/л).

Для лучшего запоминания отмечаемых в норме показателей процентного (долевого от единицы) содержания альфа-1 -, альфа- 2-, бета- и гамма-глобулинов сыворотки крови можно ориенти­роваться на следующие средние величины и варианты отклоне­ний: 1 (0,04 + 0,01), 8± 1 (0,08 ±0,01), 10 ± 2 (0,10 ± 0,02), 16 + 4 (0,16 + 0,04) — соответственно. Относительное содержание аль­ бумина составляет, по данным А.А.Покровского (1969), 56—66% (0,56—0,66), многих других авторов: 50—61% (0,50—0,61). У прак­ тически здоровых взрослых людей концентрация альбумина, аль­ фа-1-, альфа-2-, бета- и гамма-глобулинов, выраженная в абсо­лютных единицах, составляет соответственно: 42,0—51,0, 2,0— 5,0, 4,0-7,0, 5,0-9,0, 8,0-17,0 г/л.

Краткая характеристика других носителей.

В последние годы электрофорез на бумаге практически полностью вытеснен предложенным Коном (1958) электрофорезом на ацетатцеллюлозе. Ацетатцеллюлозная пленка в отличие от бумаги лишена эндоосмоса, способности к поглощению отдельных белковых фракций поверхностью волоконец. В результате получается четкое фрак­ ционирование со светлыми промежутками между «пятнами» бел­ ков, а время электрофореза сокращается обычно до 30 мин.

Для разделения фракций белков и липопротеинов широко ис­пользуется метод электрофореза на агаре (агарозе), предложен­ный Гордоном и др. в 1949 г.

Способ электрофореза в крахмальном геле (Смитис, 1955) позволяет получить до 20 фракций вместо пяти, обычно выделя­емых методом электрофоретического фракционирования на бу­маге.

Введенный Грабаром и Вильямсом в 1953 г. иммуноэлектро форез представляет собой комбинацию электрофоретического и иммунологического фракционирования белков. После передви­ жения белковых фракций в геле агара в узкий желобок помешают перпендикулярно к фракционным линиям сыворотку лошади, иммунизированной белковыми компонентами сыворотки чело­века (антисыворотка). Антисыворотке дают возможность диф­ фундировать в геле агара. В месте контакта содержащихся в них антител с электрофоретически разделенными белковыми фрак­циями образуются преципитационные дуги, характерные для со­ ответствующих фракций. При помощи этого метода обнаружива­ ется не менее 25 различных белков.

Структура агарового и крахмального геля такова, что размеры пор в этих носителях, как и в материале бумаги, ацетатцеллюлозной пленки, значительно превосходят размеры макромолекул: белков, липопротеинов и др. Лишь в полиакриламидном геле, формируемом из золя с концентрацией около 7,5%, размеры пор примерно соответствуют размерам молекул белков. Благодаря этому создается молекулярно-фильтрующий эффект, в значительной мере улучшающий качество электрофоретического разделения, с помощью которого выделяется обычно около 30 фрак­ций белков. К тому же перед началом электрофоретического Фракционирования белков все они стартуют с весьма узкой линии, будучи как бы сконцентрированы на ней. Формирование многослойного полиакриламидного геля, отдельные зоны в кото ром отличаются размерами пор, дает возможность эффективно разделять липопротеины разных классов (по Е.Я. Маграчевой, 1979). К тому же полиакриламидный гель отличается большой прозрачностью, термостабильностью. Широкое применение в клинической практике метода электрофореза в полиакриламид­ном геле сдерживается трудностью идентификации и количественного учета отдельных выявляемых фракций.

Определение белковых фракций сыворотки крови методом электрофореза на пленках из ацетата целлюлозы.

Принцип метода: белки сыворотки крови разделяют методом электрофореза с использованием в качестве носителя пленки из ацетата целлюлозы.

Реактивы: 1) барбитал-натриевый буферный раствор (рН 8,6) (иногда применяются другие буферные смеси); 2) бромфеноловый синий (при приготовлении раствора добавляют сульфат цинка и уксусную кислоту для фиксации белков); 3) отмывающий раствор – уксусная кислота, 50 г/л; 4) просветляющий раствор: вазелиновое масло, смесь ледяной уксусной кислоты с ацетоном (1:1).

Ход определения : смачивают пленки буферным раствором (помещают в буферный раствор на 5 минут). Удаляют избыток влаги фильтровальной бумагой. Закрепляют пленку в камере матовой стороной кверху (пленки должны располагаться параллельно друг к другу и строго параллельно стенкам прибора, не должны свисать). Закрывают камеру крышкой и пропускают ток напряжением 150В в течение 5 минут, после чего выключают ток.

источник